Ｅｘｔｒａｃｔｉｏｎ ａｎｄ ｐａｒｔｉａｌ ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ ｐｅｐｓｉｎ－ｓｏｌｕｂｌｅ ｃｏｌｌａｇｅｎｓ ｆｒｏｍ
ｔｈｅ ｓｋｉｎ ｏｆ Ａｍｉｕｒｕｓ ｎｅｂｕｌｏｓｕｓ
Ｌｉｌｉ Ｃｈｅｎ１， ａ， Ｌｉ Ｚｈａｏ１＊， ｂ， Ｈｕａ Ｌｉｕ１， ｃ ａｎｄ Ｒｕｎｆｅｎｇ Ｗｕ１， ｄ
１Ｓｃｈｏｏｌ ｏｆ Ｌｉｆｅ Ｓｃｉｅｎｃｅ， Ｊｉａｎｇｘｉ Ｎｏｒｍａｌ Ｕｎｉｖｅｒｓｉｔｙ ｏｆ Ｓｃｉｅｎｃｅ ａｎｄ Ｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ， Ｎａｎｃｈａｎｇ， Ｃｈｉｎａ
﹡ Ｃｏｒｒｅｓｐｏｎｄｉｎｇ Ａｕｔｈｏｒ
ａ３２８１８１５３９＠ｑｑ．， ｂｌｉｚｈａｏ６１８＠ｈｏｔｍａｉｌ．， ｃ２７４０５６７６７＠ｑｑ．， ｄｆｚｄｇ４５＠ｑｑ． Ｋｅｙｗｏｒｄｓ： Ｓｋｉｎ ｃｏｌｌａｇｅｎ， Ｉｓｏｌａｔｉｏｎ， Ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｚａｔｉｏｎ， Ｔｈｅｒｍａｌ ｓｔａｂｉｌｉｔｙ
Ａｂｓｔｒａｃｔ． Ｐｅｐｓｉｎ－ｓｏｌｕｂｌｅ ｃｏｌｌａｇｅｎ （ＰＳＣ） ｗａｓ ｓｕｃｃｅｓｓｆｕｌｌｙ ｅｘｔｒａｃｔｅｄ ｆｒｏｍ ｔｈｅ ｓｋｉｎ ｏｆ Ａｍｉｕｒｕｓ ｎｅｂｕｌｏｓｕｓ． Ｔｈｅ ｓｋｉｎ ｏｆ Ａｍｉｕｒｕｓ ｎｅｂｕｌｏｓｕｓ ｗａｓ ｉｍｍｅｒｓｅｄ ｉｎ ０．３ ｍｏｌ／Ｌ ａｃｅｔｉｃ ａｃｉｄ （１： ２０， ｍ： Ｖ） ｆｏｒ ６ ｈ ａｔ ３７℃， ｗｈｉｌｅ ｐｅｐｓｉｎ ｗａｓ ａｄｄｅｄ， ａｔ ａ ｌｅｖｅｌ ｏｆ ５０００Ｕ／ｇ ｄｏｓａｇｅ ｏｆ ｄｅｆａｔｔｅｄ ｓｋｉｎ． Ｔｈｅ ｍａｘｉｍａｌ ｙｉｅｌｄ ｏｆ ｔｈｅ ｃｏｌｌａｇｅｎ ｗａｓ ９７．４４％， ｗｈｉｃｈ ｗａｓ ｈｉｇｈｅｒ ｔｈａｎ ｔｈａｔ ｏｆ ａｃｉｄ－ｓｏｌｕｂｌｅ ｃｏｌｌａｇｅｎ （ＡＳＣ） ａｔ ６２．０５％． Ｓｏｍｅ ｐｒｏｐｅｒｔｉｅｓ ｏｆ ｐｅｐｓｉｎ－ｓｏｌｕｂｌｅ ｃｏｌｌａｇｅｎｓ ｆｒｏｍ ｔｈｅ ｓｋｉｎ ｏｆ Ａｍｉｕｒｕｓ ｎｅｂｕｌｏｓｕｓ ｗｅｒｅ ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｚｅｄ． Ａｍｉｎｏ ａｃｉｄ ｐｏｓｉｔｉｏｎ ａｎｄ ＳＤＳ－ＰＡＧＥ ｓｕｇｇｅｓｔｅｄ ｔｈａｔ ｔｈｅ ｃｏｌｌａｇｅｎ ｍｉｇｈｔ ｂｅ ｃｌａｓｓｉｆｉｅｄ ａｓ ｔｙｐｅ Ｉ ｃｏｌｌａｇｅｎ． Ｍｏｒｅｏｖｅｒ， ＦＴＩＲ ｉｎｖｅｓｔｉｇａｔｉｏｎｓ ｓｈｏｗｅｄ ｔｈｅ ｅｘｉｓｔｅｎｃｅ ｏｆ ｈｅｌｉｃａｌ ａｒｒａｎｇｅｍｅｎｔｓ ｉｎ ＰＳＣ ｏｆ Ａｍｉｕｒｕｓ ｎｅｂｕｌｏｓｕｓ ｓｋｉｎ ｏｆ ｃｏｌｌａｇｅｎ． Ｔｈｅｒｅ ｉｓ ａ ｐｏｓｓｉｂｉｌｉｔｙ ｔｏ ｕｓｅ Ａｍｉｕｒｕｓ ｎｅｂｕｌｏｓｕｓ ｓｋｉｎ ｃｏｌｌａｇｅｎ ａｓ ａｎ ａｌｔｅｒｎａｔｉｖｅ ｓｏｕｒｃｅ ｏｆ ｃｏｌｌａｇｅｎ ｆｏｒ ｉｎｄｕｓｔｒｉａｌ ｐｕｒｐｏｓｅｓ ａｎｄ ｓｕｂｓｅｑｕｅｎｔｌｙ ｉｔ ｍａｙ ｍａｘｉｍｉｚｅ ｔｈｅ ｅｃｏｎｏｍｉｃａｌ ｖａｌｕｅ ｏｆ ｔｈｅ ｆｉｓｈ．
Ｉｎｔｒｏｄｕｃｔｉｏｎ
Ｃｏｌｌａｇｅｎ ｉｓ ｔｈｅ ｍｏｓｔ ａｂｕｎｄａｎｔ ｐｒｏｔｅｉｎ ｏｆ ａｎｉｍａｌ， ｐｒｉｓｉｎｇ ａｐｐｒｏｘｉｍａｔｅｌｙ ３０％ ｏｆ ｔｏｔａｌ ａｎｉｍａｌ ｐｒｏｔｅｉｎ ［１］． Ｉｔ ｉｓ ｏｎｅ ｋｉｎｄ ｏｆ ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ ｐｒｏｔｅｉｎｓ ｗｉｔｈ ｅｘｔｅｎｓｉｖｅ ａｐｐｌｉｃａｔｉｏｎ ｉｎ ｍｅｄｉｃａｍｅｎｔ ａｎｄ ｆｏｏｄ ｉｎｄｕｓｔｒｙ ｆｉｅｌｄｓ ［２］． Ｓｋｉｎｓ ａｎｄ ｂｏｎｅｓ ｏｆ ｃｏｗ ａｎｄ ｐｉｇ ａｒｅ ｇｅｎｅｒａｌｌｙ ｔｈｅ ｍａｉｎ ｓｏｕｒｃｅｓ ｏｆ ｃｏｌｌａｇｅｎ． Ｈｏｗｅｖｅｒ， Ｔｏｄａｙ’ｓ ｈｅａｌｔｈ－ｃｏｎｓｃｉｏｕｓ ｃｏｎｓｕｍｅｒｓ， ｈａｖｅ ａ ｎｅｇａｔｉｖｅ ａｔｔｉｔｕｄｅ ｔｏｗａｒｄ ｃｏｌｌａｇｅｎ ｅｘｔｒａｃｔｅｄ ｆｒｏｍ ｌａｎｄ ａｎｉｍａｌｓ ｂｅｃａｕｓｅ ｏｆ ｔｈｅ ｒｅｃｅｎｔ ｏｕｔｂｒｅａｋｓ ｏｆ ｂｏｖｉｎｅ ｓｐｏｎｇｅ ｆｏｒｍ ｅｎｃｅｐｈａｌｏｐａｔｈｙ （ＢＳＥ）， ｆｏｏｔ ａｎｄ ｍｏｕｔｈ ｄｉｓｅａｓｅ， ａｎｄ ｃｈｉｃｋｅｎ ｆｌｕ． Ｉｎ ａｄｄｉｔｉｏｎ， Ｊｅｗｉｓｈ ａｎｄ Ｍｕｓｌｉｍｓ ｄｏ ｎｏｔ ｃｏｎｓｕｍｅ ｐｏｒｋ－ｂａｓｅｄ ｃｏｌｌａｇｅｎ ｆｏｒ ｒｅｌｉｇｉｏｕｓ ｒｅａｓｏｎｓ． Ｔｈｅｒｅｆｏｒｅ， ｍａｎｙ ｓｃｉｅｎｔｉｓｔｓ ｈａｖｅ ｆｏｃｕｓｅｄ ｔｈｅｉｒ ａｔｔｅｎｔｉｏｎ ｉｎ ｆｉｎｄｉｎｇ ａｌｔｅｒｎａｔｉｖｅ ｓｏｕｒｃｅｓ ｏｆ ｃｏｌｌａｇｅｎ． Ｆｉｓｈ ｏｆｆａｌ， ｓｕｃｈ ａｓ ｂｏｎｅｓ， ｓｃａｌｅｓ， ａｓ ｗｅｌｌ ａｓ ｓｋｉｎｓ ｉｓ ｖｅｒｙ ｒｉｃｈ ｉｎ ｃｏｌｌａｇｅｎ ［３］． Ｍａｎｙ ｐａｐｅｒｓ ｄｅａｌｔ ｗｉｔｈ ｔｈｅ ｐｒａｃｔｉｃａｌ ｕｔｉｌｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ ｍａｒｉｎｅ ａｎｉｍａｌｓ ｔｏ ｐｒｏｄｕｃｅ ｃｏｌｌａｇｅｎ
［４－８］． Ｒｅｃｅｎｔｌｙ， ｃｏｌｌａｇｅｎ ｆｒｏｍ ｓｅｖｅｒａｌ ｆｉｓｈ ｓｐｅｃｉｅｓ ｈａｓ ｂｅｅｎ ｉｓｏｌａｔｅｄ ａｎｄ ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｚｅｄ ［９－１２］． Ｔｏ ｍａｋｅ ｍｏｒｅ ｅｆｆｅｃｔｉｖｅ ｕｓｅ ｏｆ ｓｏ ｍｕｃｈ ｗａｓｔｅ， ｃｏｌｌａｇｅｎｓ ｗｅｒｅ ｉｓｏｌａｔｅｄ ｆｒｏｍ ｔｈｅ ｓｋｉｎ ｏｆ Ａｍｉｕｒｕｓ ｎｅｂｕｌｏｓｕｓ ａｎｄ ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｚｅｄ ｆｏｒ ｔｈｅｉｒ ｐｏｔｅｎｔｉａｌ ｉｎ ｍｅｒｃｉａｌ ａｐｐｌｉｃａｔｉｏｎｓ， ａｓ ａｌｔｅｒｎａｔｉｖｅｓ ｔｏ ｍａｍｍａｌｉａｎ ｃｏｌｌａｇｅｎ ｉｎ ｆｏｏｄｓ， ｃｏｓｍｅｔｉｃｓ ａｎｄ ｂｉｏｍｅｄｉｃａｌ ｍａｔｅｒｉａｌｓ．
Ｍａｔｅｒｉａｌｓ ａｎｄ ｍｅｔｈｏｄｓ
Ｒａｗ ｍａｔｅｒｉａｌ． Ａｍｉｕｒｕｓ ｎｅｂｕｌｏｓｕｓ ｓｋｉｎｓ ｗｅｒｅ ｃｏｌｌｅｃｔｅｄ ｆｒｏｍ ａ ｌｏｃａｌ ｆｉｓｈ ｐｒｏｃｅｓｓｉｎｇ ｆａｃｔｏｒｙ ｉｎ Ｊｉａｎｇｘｉ． Ｔｈｅ ｓｋｉｎｓ ｗｅｒｅ ｍｅｃｈａｎｉｃａｌｌｙ ｓｅｐａｒａｔｅｄ ｗｉｔｈ ｔｈｅ ｒｅｓｉｄｕｅ ｏｆ ａｄｈｅｒｉｎｇ ｔｉｓｓｕｅｓ ｒｅｍｏｖｅｄ ｍａｎｕａｌｌｙ． Ａｆｔｅｒ ｔｈｏｒｏｕｇｈ ｍｉｘｉｎｇ ａｐｐｒｏｘｉｍａｔｅｌｙ ５００ ｇ ｓａｍｐｌｅｓ ｏｆ ｔｈｅ ｍｉｎｃｅ ｗｅｒｅ ｓｔｏｒｅｄ ａｔ －２０℃ ｉｎ ｐｏｌｙｅｔｈｙｌｅｎｅ ｂａｇｓ． Ａｌｌ ｔｈｅ ｒｅａｇｅｎｔｓ ｕｓｅｄ ｉｎ ｔｈｅ ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔ ｗｅｒｅ ｏｆ ａｎａｌｙｔｉｃａｌ ｇｒａｄｅ．
Ｅｘｔｒａｃｔｉｏｎ ｏｆ ｐｅｐｓｉｎ－ｓｏｌｕｂｌｅ ｃｏｌｌａｇｅｎ ｆｒｏｍ Ａｍｉｕｒｕｓ ｎｅｂｕｌｏｓｕｓ ｓｋｉｎｓ． Ａｌｌ ｔｈｅ ｐｒｅｐａｒａｔｉｖｅ ｐｒｏｃｅｄｕｒｅｓ ｗｅｒｅ ｐｅｒｆｏｒｍｅｄ ａｔ ４℃． Ｔｏ ｒｅｍｏｖｅ ｔｈｅ ｎｏｎｃｏｌｌａｇｅｎｏｕｓ ｐｒｏｔｅｉｎｓ ａｎｄ ｐｉｇｍｅｎｔｓ， ｔｈｅ ｓｋｉｎｓ ｗｅｒｅ ｉｍｍｅｒｓｅｄ ｉｎ ５％ ＮａＣｌ ｆｏｒ ２４ ｈｏｕｒｓ， ｔｈｅｎ ｗａｓｈｅｄ ｗｉｔｈ ｄｉｓｔｉｌｌｅｄ ｗａｔｅｒ ａｎｄ ｌｙｏｐｈｉｌｉｚｅｄ．
Ｅｘｔｒａｃｔｉｏｎ ｏｆ ｃｏｌｌａｇｅｎ ｗｉｔｈ ｐｅｐｓｉｎ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ ａｔ ３７℃ ｆｏｒ ４， ６， ８ ａｎｄ １０ ｈ， ｗｉｔｈ ｓｏｌｕｔｉｏｎｓ ｏｆ ０．１， ０．３， ０．５， ０．７ ａｎｄ １．０ Ｍ ａｃｅｔｉｃ ａｃｉｄ ａｔ ｒａｔｉｏ ｏｆ １：１０， １：１５， １：２０ ａｎｄ １：２５ （ｗ／ｖ）， Ｔｈｅ ｐｅｐｓｉｎ ｄｏｓａｇｅ ｗｅｒｅ １０００， ２０００， ３０００， ４０００， ５０００ ａｎｄ ６０００Ｕ／ｇ （ｅｎｚｙｍｅ ａｃｔｉｖｉｔｙ／ ｑｕａｌｉｔｙ ｏｆ ｓｋｉｎｓ）． Ｔｈｅ ｓｕｐｅｒｎａｔａｎｔｓ ｗｅｒｅ ｃｅｎｔｒｉｆｕｇｅｄ ａｔ ４℃
１０，０００ｒ／ｍｉｎ ｆｏｒ ３０ ｍｉｎ． Ｔｈｅｎ ｔｈｅ ｐｅｐｓｉｎ－ｓｏｌｕｂｌｅ ｃｏｌｌａｇｅｎ （ＰＳＣ） ｉｎ ｔｈｅ ｓｕｐｅｒｎａｔａｎｔ
ｗａｓ ｓａｌｔｅｄ ｏｕｔ ｂｙ ａｄｄｉｎｇ ＮａＣｌ ｔｏ ａ ｆｉｎａｌ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ ｏｆ ０．９ Ｍ． Ｔｈｅ ｓｏｌｕｔｉｏｎ ｗａｓ ｌｅｆｔ ｏｖｅｒｎｉｇｈｔ， ａｎｄ ｔｈｅ ｒｅｓｕｌｔａｎｔ ｐｒｅｃｉｐｉｔａｔｅ， ｃｏｌｌｅｃｔｅｄ ｂｙ ｃｅｎｔｒｉｆｕｇａｔｉｏｎ ａｔ １００００ｒ／ｍｉｎ ｆｏｒ ２０ ｍｉｎ ａｔ ４ ℃， ｗａｓ ｄｉｓｓｏｌｖｅｄ ｉｎ ０．５ Ｍ ａｃｅｔｉｃ ａｃｉｄ， ｒｅｐｅａｔ ｔｗｉｃｅ， ｄｉａｌｙｚｅｄ ａｇａｉｎｓｔ ０．１ Ｍ ａｃｅｔｉｃ ａｃｉｄ ｆｏｒ １ ｄ （１：１５， ｖ／ｖ， ｃｈａｎｇｅｄ ｅｖｅｒｙ ４ ｈ）， ｄｉｓｔｉｌｌｅｄ ｗａｔｅｒ ｆｏｒ ２ ｄ （１：１５， ｖ／ｖ， ｃｈａｎｇｅｄ ｅｖｅｒｙ ４ ｈ）， ａｎｄ ｔｈｅｎ ｌｙｏｐｈｉｌｉｚｅｄ．
Ｄｅｔｅｒｍｉｎａｔｉｏｎ ｏｆ ｈｙｄｒｏｘｙｐｒｏｌｉｎｅ ｃｏｎｔｅｎｔ． Ｔｈｅ ｈｙｄｒｏｘｙｐｒｏｌｉｎｅ ｃｏｎｔｅｎｔ ｗａｓ ｄｅｔｅｒｍｉｎｅｄ ａｆｔｅｒ ｈｙｄｒｏｌｙｓｉｓ ｏｆ ｔｈｅ ｓｕｐｅｒｎａｔａｎｔ ｉｎ ６ Ｍ ＨＣｌ ｆｏｒ ２４ ｈ ａｔ １１０℃， ｕｓｉｎｇ ｔｈｅ ｃｏｌｏｒｉｍｅｔｒｉｃ ｍｅｔｈｏｄ ｒｅｍｅｎｄｅｄ ｂｙ ＩＳＯ ［１３］． Ｔｈｅ ｙｉｅｌｄ ｏｆ ｔｈｅ ｅｘｔｒａｃｔｉｏｎ （％） ＝Ｔｈｅ ｈｙｄｒｏｘｙｐｒｏｌｉｎｅ ｃｏｎｔｅｎｔ ｏｆ ｔｈｅ ｓｕｐｅｒｎａｔａｎｔ
Ｔｈｅ ｈｙｄｒｏｘｙｐｒｏｌｉｎｅ ｃｏｎｔｅｎｔ ｏｆ ｔｈｅ ｓｋｉｎ×１００
Ｔｈｅ ｏｒｔｈｏｇｏｎａｌ ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔ． Ｓｅｌｅｃｔ ｐｅｐｓｉｎ ｄｏｓａｇｅ （Ａ）， ｄｉｐ ｍｅｎｔｉｏｎ ｔｉｍｅ （Ｂ）， ａｃｅｔｉｃ ａｃｉｄ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ （Ｃ）， ａｎｄ ｓｏｌｉｄ－ｌｉｑｕｉｄ ｒａｔｉｏ （Ｄ） ｆｏｒ ｔｅｓｔ ｆａｃｔｏｒ， ｗｉｔｈ ｔｈｅ ｅｘｔｒａｃｔｉｏｎ ｒａｔｅ ｏｆ ｃｏｌｌａｇｅｎ ｆｏｒ ｉｎｄｅｘ， ｔｈｅ Ｌ９（３４） ｏｒｔｈｏｇｏｎａｌ ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔ ｄｅｓｉｇｎ ｗａｓ ｓｈｏｗｎ ｉｎ Ｔａｂｌｅ １．
Ｔａｂｌｅ １． Ｆａｃｔｏｒｓ ａｎｄ ｌｅｖｅｌｓ ｏｆ ｔｈｅ Ｌ９ （３４） ｏｒｔｈｏｇｏｎａｌ ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔ
Ｌｅｖｅｌ Ｐｅｐｓｉｎ ｄｏｓａｇｅ Ｔｉｍｅ Ａｃｅｔｉｃ ａｃｉｄ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ ［ｍｏｌ／Ｌ］ Ｓｏｌｉｄ－ｌｉｑｕｉｄ ｒａｔｉｏ
［Ｕ／ｇ］Ａ ［ｈ］ Ｂ Ｃ Ｄ
１ ４５００ ６ ０．２ １：１５
２ ５０００ ８ ０．３ １：２０
３ ５５００ １０ ０．４ １：２５
Ａｍｉｎｏ ａｃｉｄ ａｎａｌｙｓｉｓ． Ｔｈｅ ｃｏｌｌａｇｅｎ ｓａｍｐｌｅｓ ｗｅｒｅ ｈｙｄｒｏｌｙｚｅｄ ｕｎｄｅｒ ｖａｃｕｕｍ ｗｉｔｈ ６ Ｍ ＨＣｌ ａｔ １１０℃ ｆｏｒ ２４ ｈ ｉｎ ｔｈｅ ｐｒｅｓｅｎｃｅ ｏｆ １％ ｐｈｅｎｏｌ （ｖ／ｖ）， ａｎｄ ｔｈｅ ｈｙｄｒｏｌｙｓａｔｅｓ ｗｅｒｅ ａｎａｌｙｚｅｄ ｗｉｔｈ ａｎ ａｍｉｎｏ ａｃｉｄ ａｎａｌｙｚｅｒ．
Ｓｏｄｉｕｍ ｄｏｄｅｃｙｌ ｓｕｌｐｈａｔｅ ｐｏｌｙａｃｙｌａｍｉｄｅ－ｇｅｌ ｅｌｅｃｔｒｏｐｈｏｒｅｓｉｓ （ＳＤＳ－ＰＡＧＥ）． ＤＳ－ＰＡＧＥ ｗａｓ ｐｅｒｆｏｒｍｅｄ ｂｙ ｔｈｅ ｍｅｔｈｏｄ ｏｆ Ｌａｅｍｍｌｉ （１９７０） ［１４］， ｕｓｉｎｇ ｔｈｅ ｄｉｓｃｏｎｔｉｎｕｏｕｓ Ｔｒｉｓ－ＨＣｌ／ｇｌｙｃｉｎｅ ｂｕｆｆｅｒ ｓｙｓｔｅｍ ｗｉｔｈ ７．５％ ｒｅｓｏｌｖｉｎｇ ｇｅｌ ａｎｄ ５％ ｓｔａｃｋｉｎｇ ｇｅｌ． Ｐｒｏｔｅｉｎｓ ｗｅｒｅ ｓｔａｉｎｅｄ ｗｉｔｈ ０．１％ （ｗ／ｖ） Ｃｏｏｍａｓｓｉｅ Ｂｒｉｌｌｉａｎｔ Ｂｌｕｅ Ｒ－２５０ ｄｉｓｓｏｌｖｅｄ ｉｎ ｗａｔｅｒ， ｍｅｔｈａｎｏｌ ａｎｄ ａｃｅｔｉｃ ａｃｉｄ （９：９：２， ｖ／ｖ／ｖ） ｆｏｒ ２０ ｍｉｎ， ｔｈｅｎ ｄｉｓｔａｉｎｅｄ ｕｓｉｎｇ ａ ｓｏｌｕｔｉｏｎ ｃｏｎｔａｉｎｉｎｇ ｗａｔｅｒ， ｍｅｔｈａｎｏｌ ａｎｄ ａｃｅｔｉｃ ａｃｉｄ （８：１：１， ｖ／ｖ／ｖ）．
ＵＶ–Ｖｉｓ ｓｐｅｃｔｒａ． Ｔｈｅ ＵＶ–Ｖｉｓｕａｌ ａｂｓｏｒｐｔｉｏｎ ｓｐｅｃｔｒａ ｏｆ ｃｏｌｌａｇｅｎｓ ｗｅｒｅ ｒｅｃｏｒｄｅｄ ｂｙ ａ ｓｐｅｃｔｒａ ｐｈｏｔｏｍｅｔｅｒ （Ｍｏｄｅｌ ＵＶ－７５４）． Ｄｒｉｅｄ ｃｏｌｌａｇｅｎ ｗａｓ ｄｉｓｓｏｌｖｅｄ ｉｎ ０．５ Ｍ ａｃｅｔｉｃ ａｃｉｄ ｔｏ ｏｂｔａｉｎ ａ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ ｏｆ ０．５ ｍｇ／ｍｌ ａｎｄ ｔｈｅ ｃｏｌｌａｇｅｎ ｓｏｌｕｔｉｏｎｓ ｗｅｒｅ ｃｅｎｔｒｉｆｕｇｅｄ ａｔ ５０００ ｒ／ｍｉｎ ｆｏｒ １０ ｍｉｎ ａｔ ４℃． Ｔｈｅ ｃｌａｒｉｆｉｅｄ ｓａｍｐｌｅｓ ｗｅｒｅ ｄｅｔｅｒｍｉｎｅｄ ａｂｓｏｒｂａｎｃｅ ａｔ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｗａｖｅｌｅｎｇｔｈ （ｆｒｏｍ ２００ ｎｍ ｔｏ ４００ ｎｍ） ｔｏ ｇｅｔ ＵＶ–Ｖｉｓ ｓｐｅｃｔｒａ ｏｆ ｔｈｅ ｓａｍｐｌｅ．
Ｆｏｕｒｉｅｒ ｔｒａｎｓｆｏｒｍｓ ｉｎｆｒａｒｅｄ ｓｐｅｃｔｒａ （ＦＴＩＲ）． Ｆｏｕｒｉｅｒ ｔｒａｎｓｆｏｒｍ ｉｎｆｒａｒｅｄ （ＦＴＩＲ） ｓｐｅｃｔｒｏｓｃｏｐｙ ＦＴＩＲ ｓｐｅｃｔｒｏｓｃｏｐｙ ｗａｓ ｄｅｔｅｒｍｉｎｅｄ ａｓ ｄｅｓｃｒｉｂｅｄ ｂｙ Ｍｕｙｏｎｇａ ｅｔａｌ． （２００４） ［１］． ＦＴＩＲ ｓｐｅｃｔｒａ ｗｅｒｅ ｏｂｔａｉｎｅｄ ｆｒｏｍ ｄｉｓｃｓ ｃｏｎｔａｉｎｉｎｇ ２ ｍｇ ｃｏｌｌａｇｅｎ ｉｎ ａｐｐｒｏｘｉｍａｔｅｌｙ １００ｍｇ ｐｏｔａｓｓｉｕｍ ｂｒｏｍｉｄｅ （ＫＢｒ）． Ａｌｌ ｓｐｅｃｔｒａ ｗｅｒｅ ｏｂｔａｉｎｅｄ ｆｒｏｍ ４，０００ ｔｏ ５００ ｃｍ－１ ａｔ ａ ｄａｔａ ａｃｑｕｉｓｉｔｉｏｎ ｒａｔｅ ｏｆ ２ ｃｍ－１ ｂｙ ｕｓｉｎｇ ａ ＦＴＩＲ ｓｐｅｃｔｒｏｐｈｏｔｏｍｅｔｅｒ （ＩＦＳ ８８； Ｂｒｕｋｅｒ， Ｆｒａｎｋｆｕｒｔ， Ｇｅｒｍａｎｙ）．
Ｖｉｓｃｏｓｉｔｙ ｏｆ ｃｏｌｌａｇｅｎ ｓｏｌｕｔｉｏｎ． Ｄｅｔｅｒｍｉｎａｔｉｏｎ ｏｆ ｄｅｎａｔｕｒａｔｉｏｎ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ｗａｓ ｂａｓｅｄ ｏｎ ｔｈｅ ｍｅｔｈｏｄ ｄｅｓｃｒｉｂｅｄ ｂｙ Ｋｉｍｕｒａ ｅｔ ａｌ． （１９８８） ［１５］ ｕｓｉｎｇ Ａｎ Ｏｓｔｗａｌｄ’ｓ ｖｉｓｅｔｅｒ． Ｄｒｉｅｄ ｃｏｌｌａｇｅｎ ｗａｓ ｄｉｓｓｏｌｖｅｄ ｉｎ ０．５ Ｍ ａｃｅｔｉｃ ａｃｉｄ ｔｏ ｏｂｔａｉｎ ａ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ ｏｆ ０．５ ｍｇ／ｍｌ． Ｔｈｅ ｖｉｓｅｔｅｒ ｗａｓ ｆｉｌｌｅｄ ｗｉｔｈ １０ ｍｌ ｏｆ ｔｈｅ ｓａｍｐｌｅ ｓｏｌｕｔｉｏｎ， ａｎｄ ｔｈｅｎ ｉｍｍｅｒｓｅｄ ｉｎ ａ ｗａｔｅｒ ｂａｔｈ ｈｅｌｄ ａｔ １５℃ ｆｏｒ ３０ ｍｉｎ， ｔｏ ａｌｌｏｗ ｔｈｅ ｃｏｌｌａｇｅｎ ｓｏｌｕｔｉｏｎ ｔｏ ｅｑｕｉｌｉｂｒａｔｅ ｔｏ ｔｈｅ ｗａｔｅｒ ｂａｔｈ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ． Ｔｈｅ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ｗａｓ ｒａｉｓｅｄ ｓｔｅｐｗｉｓｅ ｕｐ ｔｏ ４０℃ ａｎｄ ｍａｉｎｔａｉｎｅｄ ａｔ ｅａｃｈ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ｆｏｒ ５－１０ ｍｉｎ． Ｃｏｌｌａｇｅｎ ｓｏｌｕｔｉｏｎ ｖｉｓｃｏｓｉｔｉｅｓ ｗｅｒｅ ｍｅａｓｕｒｅｄ ａｔ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ｉｎｔｅｒｖａｌｓ ｏｆ ａｂｏｕｔ ５℃ｆｒｏｍ １５℃ ｕｐ ｔｏ ４０℃． Ｆｒａｃｔｉｏｎａｌ ｖｉｓｃｏｓｉｔｉｅｓ ｗｅｒｅ ｐｕｔｅｄ ｆｏｒ ｅａｃｈ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ａｓ ｆｏｌｌｏｗｓ：
Ｆｒａｃｔｉｏｎａｌ ｖｉｓｃｏｓｉｔｙ＝ Ｆ （Ｔ） ＝ηｓｐ（Ｔ）－ηｓｐ（４０℃）
ηｓｐ（１５℃）－ηｓｐ（４０℃）
Ｗｈｅｒｅ ηｓｐ ｉｓ ｔｈｅ ｓｐｅｃｉｆｉｃ ｖｉｓｃｏｓｉｔｙ ａｎｄ ｉｓ ｃａｌｃｕｌａｔｅｄ ｂｙ （ｔ－ｔ０）／ｔ０． Ｔｈｅ ｆｒａｃｔｉｏｎａｌ ｖｉｓｃｏｓｉｔｉｅｓ ｗｅｒｅ ｐｌｏｔｔｅｄ ａｇａｉｎｓｔ ｔｈｅ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅｓ ａｎｄ ｔｈｅ ｄｅｎａｔｕｒａｔｉｏｎ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ｗａｓ ｔａｋｅｎ ｔｏ ｂｅ ｔｈｅ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ｗｈｅｒｅ ｆｒａｃｔｉｏｎａｌ ｖｉｓｃｏｓｉｔｙ ｗａｓ ０．５．
Ｄｉｆｆｅｒｅｎｔｉａｌ ｓｃａｎｎｉｎｇ ｃａｌｏｒｉｍｅｔｒｉｃ （ＤＳＣ）． Ｄｉｆｆｅｒｅｎｔｉａｌ ｓｃａｎｎｉｎｇ ｃａｌｏｒｉｍｅｔｒｉｃ （ＤＳＣ） ｗａｓ ｐｅｒｆｏｒｍｅｄ ｏｎ ａ ＤＳＣ ＰＹＲＩＳ ＤＩＡＭＯＮＤ （Ａｍｅｒｉｃａｎ ＰＥ Ｃｏｍｐａｎｙ） ｉｎｓｔｒｕｍｅｎｔ ｆｉｔｔｅｄ ｗｉｔｈ ａｎ ａｉｒ ｃｏｏｌｉｎｇ ｐｒｅｓｓｏｒ ａｎｄ ａ ｌｉｑｕｉｄ ｎｉｔｒｏｇｅｎ ｃｏｏｌｅｒ ａｔ ａｍｂｉｅｎｔ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ［１６］． Ｔｈｅ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ｗａｓ ｅｆｆｅｃｔｉｖｅｌｙ ｃａｌｉｂｒａｔｅｄ ｕｓｉｎｇ ｉｎｄｉｕｍ ａｓ ｓｔａｎｄａｒｄ． Ｃｏｌｌａｇｅｎ ｆｉｂｒｅｄ ｗａｓ ｗｅｉｇｈｅｄ （３ ｍｇ） ａｃｃｕｒａｔｅｌｙ ａｎｄ ｓｅａｌｅｄ ｉｎ ａｌｕｍｉｎｕｍ ｐａｎｓ （ＢＯ ６．２３９．２–６４．５０２）． Ａｔ ｌｅａｓｔ ｔｒｉｐｌｉｃａｔｅ ｓａｍｐｌｅｓ ｗｅｒｅ ｈｅａｔｅｄ ｆｒｏｍ ０ ｔｏ ８０℃ａｔ ａ ｓｃａｎｎｉｎｇ ｒａｔｅ ｏｆ ５℃／ ｍｉｎ， ｗｉｔｈ ａｎ ｅｍｐｔｙ ｓｅａｌｅｄ ｐａｎ ａｓ ａ ｒｅｆｅｒｅｎｃｅ． Ｔｈｅ ｓｈｒｉｎｋａｇｅ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ｗａｓ ｍｅａｓｕｒｅｄ ａｔ ｔｈｅ ｔｏｐ ｏｆ ｔｈｅ ｔｒａｎｓｉｔｉｏｎ ｐｅａｋ．
Ｒｅｓｕｌｔｓ ａｎｄ Ｄｉｓｃｕｓｓｉｏｎ
Ｓｔａｎｄａｒｄ ｃｕｒｖｅ ｏｆ ｈｙｄｒｏｘｙｐｒｏｌｉｎｅ． Ａｂｓｏｒｂａｎｃｅ ｏｆ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎｓ ｏｆ ｈｙｄｒｏｘｙｐｒｏｌｉｎｅ ｗａｓ ｄｅｔｅｒｍｉｎａｔｅｄ ｉｎ ５６０ ｎｍ． Ｔｈｅ ｈｙｄｒｏｘｙｐｒｏｌｉｎｅ ｓｔａｎｄａｒｄ ｃｕｒｖｅ ｗａｓ ｄｒａｗｎ ｉｎ Ｆｉｇ．１． Ｈｙｄｒｏｘｙｐｒｏｌｉｎｅ
）
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ｔｃａｒ
ｔｘＥｐｅｐｓｉｎ ｄｏｓａｇｅＵ／ｇ ｒａｗ ｍａｔｅｒｉａｌ Ｆｉｇ ２． Ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｐｅｐｓｉｎ ｄｏｓａｇｅ ｏｎ ｔｈｅ ｅｘｔｒａｃｔｉｏｎ
ｏｆ ｃｏｌｌａｇｅｎ
Ｅｆｆｅｃｔｓ ｏｆ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｆａｃｔｏｒｓ ｏｎ ｅｘｔｒａｃｔｉｏｎ ｏｆ ｐｅｐｓｉｎ－ｓｏｌｕｂｌｅ ｃｏｌｌａｇｅｎ．
Ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｐｅｐｓｉｎ ｄｏｓａｇｅ ｏｎ ｅｘｔｒａｃｔｉｏｎ ｒａｔｉｏ ｏｆ ｃｏｌｌａｇｅｎ． Ｐｅｐｓｉｎ ａｔ ｔｈｅ ｄｏｓａｇｅ ｏｆ ３０００， ４０００， ５０００， ６０００Ｕ／ｇ ｗａｓ ａｄｄｅｄ ｉｎｔｏ ｆｉｓｈ ｓｋｉｎ ｓｏｌｕｔｉｏｎ ｉｎｄｉｖｉｄｕａｌｌｙ． Ｔｈｅ ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｐｅｐｓｉｎ ｄｏｓａｇｅ ｏｎ ｔｈｅ ｅｘｔｒａｃｔｉｏｎ ｏｆ ｃｏｌｌａｇｅｎ ｗａｓ ｓｈｏｗｎ ｉｎ Ｆｉｇ．２． Ｔｈｅ ｅｘｔｒａｃｔｉｏｎ ｒａｔｉｏ ｉｎｃｒｅａｓｅｄ ｗｉｔｈ ａｎ ｅｎｈａｎｃｉｎｇ ｉｎ ｔｈｅ ｄｏｓａｇｅ ｏｆ ｐｅｐｓｉｎ ｆｒｏｍ ３０００ ｔｈｒｏｕｇｈ ４０００ ｔｏ ５０００Ｕ／ｇ． Ｈｏｗｅｖｅｒ ｔｈｅ ｄｏｓａｇｅ ｏｆ ｐｅｐｓｉｎ ｗａｓ ｉｎｃｒｅａｓｅ ｔｏ ６０００Ｕ／ｇ， ｔｈｅｒｅ ｗａｓ ｎｏ ｖｉｓｉｂｌｅ ｃｈａｎｇｅ ａｎｄ ｔｈｅ ｒｅｓｕｌｔ ｗａｓ ｔｈｅ ｓａｍｅ ｔｏ ｔｈｅ ｅｘｔｒａｃｔｉｏｎ ｒａｔｉｏｎ ｏｆ ５０００Ｕ／ｇ． Ｉｔ ｗａｓ ｔｈｅｒｅｆｏｒｅ ｆｏｕｎｄ ｔｈａｔ ｔｈｅ ｏｐｔｉｍａｌ ｄｏｓａｇｅ ｏｆ ｐｅｐｓｉｎ ｆｏｒ ｔｈｅ ｅｘｔｒａｃｔｉｏｎ ｒａｔｉｏ ｗａｓ ５０００Ｕ／ｇ．
Ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｔｉｍｅ ｏｎ ｔｈｅ ｅｘｔｒａｃｔｉｏｎ ｒａｔｉｏ ｏｆ ｃｏｌｌａｇｅｎ． Ｔｈｅ ｅｘｔｒａｃｔｉｏｎ ｒａｔｉｏ ｏｆ ｃｏｌｌａｇｅｎ ｆｒｏｍ ｔｈｅ ｓｋｉｎｓ ｗａｓ ｉｎｃｒｅａｓｅｄ ｒａｐｉｄｌｙ ｆｒｏｍ ２ ｈｏｕｒ ｔｏ ８ ｈｏｕｒ （Ｆｉｇ． ３）， ａｎｄ ｔｈｅｎ ｉｎｃｒｅａｓｅｄ ｓｌｏｗｌｙ ｍｏｒｅ ｔｈａｎ ８ ｈｏｕｒ． Ｔｈｅ ｅｘｔｒａｃｔｉｏｎ ｒａｔｅ ｏｆ ｃｏｌｌａｇｅｎ ｆｒｏｍ ｓｋｉｎｓ ｗａｓ ９３．７５％ ｉｎ ８ ｈｏｕｒ． Ｉｔ ｗａｓ ｉｎｄｉｃａｔｅｄ ｔｈａｔ ｔｈｅ ｒｅａｃｔｉｏｎ ｗａｓ ｇｏｎｅ ｔｈｏｒｏｕｇｈｌｙ． １０１０）
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Ｅ２Ｔｉｍｅ （ｈ） Ａｃｅｔｉｃ ａｃｉｄｓ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ （ｍｏｌ／Ｌ）
Ｆｉｇ ３． Ｔｈｅ ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｔｉｍｅ ｏｎ ｔｈｅ ｅｘｔｒａｃｔｉｏｎ ｏｆ Ｆｉｇ ４． Ｔｈｅ ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ａｃｅｔｉｃ ａｃｉｄｓ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ
ｃｏｌｌａｇｅｎ ｏｎ ｔｈｅ ｅｘｔｒａｃｔｉｏｎ ｏｆ ｃｏｌｌａｇｅｎ
Ｔｈｅ ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ａｃｅｔｉｃ ａｃｉｄ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ ｏｎ ｔｈｅ ｅｘｔｒａｃｔｉｏｎ ｏｆ ｃｏｌｌａｇｅｎ． Ｉｔ ｗａｓ ｓｈｏｗｎ ｔｈａｔ ｔｈｅ ｅｘｔｒａｃｔｉｏｎ ｒａｔｉｏ ｏｆ ｃｏｌｌａｇｅｎ ｆｒｏｍ ｔｈｅ ｓｋｉｎｓ ｉｎｃｒｅａｓｅｄ ｏｂｖｉｏｕｓｌｙ ｉｎ ｔｈｅ ｃｏｎｄｉｔｉｏｎ ｏｆ ａｃｅｔｉｃ ａｃｉｄｓ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ ｆｒｏｍ ０．１ ｍｏｌ／Ｌ ｔｏ ０．５ ｍｏｌ／Ｌ （Ｆｉｇ ４）， ｂｕｔ ｔｈｅ ｒａｔｉｏ ｏｆ ｃｏｌｌａｇｅｎ ｉｎ ０．３ ｍｏｌ／Ｌ ｗａｓ ｃｌｏｓｅｄ ｔｏ
ｉｎ ０．５ ｍｏｌ／Ｌ ａｃｅｔｉｃ ａｃｉｄｓ， ｔｈｅｎ ｄｅｃｌｉｎｅｄ ｆｒｏｍ ０．５ ｍｏｌ／Ｌ ｔｏ １．０ ｍｏｌ／Ｌ ａｃｅｔｉｃ ａｃｉｄｓ， ｂｅｃａｕｓｅ ｏｆ ｃｏｌｌａｇｅｎ ｄｅｎａｔｕｒｅｄ． Ｓｏ ０．５ ｍｏｌ／Ｌ ａｃｅｔｉｃ ａｃｉｄｓ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ ｗａｓ ｃｈｏｏｓｅ．
Ｔｈｅ ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｓｏｌｉｄ－ｌｉｑｕｉｄ ｒａｔｉｏ ｏｎ ｔｈｅ ｅｘｔｒａｃｔｉｏｎ ｏｆ ｃｏｌｌａｇｅｎ． Ｉｔ ｗａｓ ｓｈｏｗｎ ｔｈａｔ ｔｈｅ ｍａｘｉｍａｌ ｅｘｔｒａｃｔｉｏｎ ｒａｔｅ ｏｆ ｃｏｌｌａｇｅｎ ｆｒｏｍ ｔｈｅ ｓｋｉｎｓ ｗａｓ ９４．６３％， ｗｈｉｃｈ ｓｏｌｉｄ－ｌｉｑｕｉｄ ｒａｔｉｏ ｗａｓ １：２０ （Ｆｉｇ ５）． Ｔｈｅ ｅｘｔｒａｃｔｉｏｎ ｏｆ ｃｏｌｌａｇｅｎ ｆｒｏｍ ｔｈｅ ｓｋｉｎｓ ｗａｓ ｎｏｔ ｓｕｆｆｉｃｉｅｎｔ ｉｎ ｌｏｗ ｌｉｑｕｉｄ－ｓｏｌｉｄ ｒａｔｉｏ． Ｗｈｉｌｅ ｔｈｅ ｌｉｑｕｉｄ－ｓｏｌｉｄ ｒａｔｉｏ ｗａｓ ｈｉｇｈｅｒ， ｔｈｅ ｅｘｔｒａｃｔｉｏｎ ｒａｔｅ ｏｆ ｃｏｌｌａｇｅｎ ｗａｓ ｎｏｔ ｉｎｃｒｅａｓｅｄ， ｂｕｔ ａｌｓｏ ｓｅｐａｒａｔｉｏｎ ａｎｄ ｐｕｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｗｅｒｅ ｄｉｆｆｉｃｕｌｔｙ． Ｓｏ ｔｈｅ ｂｅｓｔ ｓｏｌｉｄ－ｌｉｑｕｉｄ ｒａｔｉｏ ｗａｓ １：２０．
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ｔａｒ
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ｘＥＳｏｌｉｄ ｌｉｑｕｉｄ ｒａｔｉｏ
Ｆｉｇ ５． Ｔｈｅ ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｓｏｌｉｄ－ｌｉｑｕｉｄ ｒａｔｉｏ ｏｎ ｔｈｅ ｅｘｔｒａｃｔｉｏｎ ｏｆ ｃｏｌｌａｇｅｎ
Ｔｈｅ ｂｅｓｔ ｔｅｃｈｎｏｌｏｇｉｃａｌ ｃｏｎｄｉｔｉｏｎｓ ｏｆ ｔｈｅ ｅｘｔｒａｃｔｉｏｎ ｒａｔｉｏｎ ｏｆ ｃｏｌｌａｇｅｎ ｆｒｏｍ Ａｍｉｕｒｕｓ ｎｅｂｕｌｏｓｕｓ ｓｋｉｎ． Ｔｈｅ ｏｒｔｈｏｇｏｎａｌ ｂｉｎａｔｉｏｎ ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔａｌ Ｌ９ （３４） ｗａｓ ｓｅｌｅｃｔｅｄ． Ｒｅｓｕｌｔｓ ａｎｄ ａｎａｌｙｓｉｓ ｏｆ ｏｒｔｈｏｇｏｎａｌ ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔ ａｎｄ Ｖａｒｉａｎｃｅ ａｎａｌｙｓｉｓ ｗｅｒｅ ｓｈｏｗｎ ｉｎ Ｔａｂｌｅ ２ ａｎｄ Ｔａｂｌｅ ３． Ｔｈｅ ｅｆｆｅｃｔ ｄｅｇｒｅｅ ｏｆ ｔｈｅ ｆａｃｔｏｒｓ ｏｎ ｔｈｅ ｅｘｔｒａｃｔｉｏｎ ｏｆ ｃｏｌｌａｇｅｎ ｆｒｏｍ ｔｈｅ ｓｋｉｎｓ ｗａｓ ａｓ ｆｏｌｌｏｗｓ： Ｄ＞Ｃ＞Ａ＞Ｂ （ｓｏｌｉｄ－ｌｉｑｕｉｄ ｒａｔｉｏ ＞ ａｃｅｔｉｃ ａｃｉｄ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ ＞ ｐｅｐｓｉｎ ｄｏｓａｇｅ ＞ ｔｉｍｅ）． Ｔｈｅ ｂｅｓｔ ｅｘｔｒａｃｔｉｏｎ ｃｏｎｄｉｔｉｏｎ ｗａｓ： ０．３ ｍｏｌ／Ｌ ａｃｅｔｉｃ ａｃｉｄ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ ａｓ ｅｘｔｒａｃｔｉｏｎ ａｇｅｎｔｓ， ｓｏｌｉｄ－ｌｉｑｕｉｄ ｒａｔｉｏ ｗａｓ １：２０， ｐｅｐｓｉｎ ｄｏｓａｇｅ ｗａｓ ５０００Ｕ／ｇ （ｅｎｚｙｍｅ ａｃｔｉｖｉｔｙ／ ｑｕａｌｉｔｙ ｏｆ ｓｋｉｎｓ） ａｔ ３７℃ ｅｘｔｒａｃｔ ６ ｈｏｕｒｓ， ｔｈｅ ｒａｔｅ ｏｆ ｔｈｅ ｃｏｌｌａｇｅｎ ｅｘｔｒａｃｔｉｏｎ ｗａｓ ９７．４４％． Ａｃｅｔｉｃ ａｃｉｄ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ ａｎｄ ｓｏｌｉｄ ｌｉｑｕｉｄ ｒａｔｉｏ ｗｅｒｅ ｅｘｔｒｅｍｅｌｙ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔ ｏｎ ｔｈｅ ｅｘｔｒａｃｔｉｏｎ ｏｆ ｃｏｌｌａｇｅｎ ｆｒｏｍ Ａｍｉｕｒｕｓ ｎｅｂｕｌｏｓｕｓ ｓｋｉｎ．
Ｔａｂｌｅ ２． Ｒｅｓｕｌｔｓ ａｎｄ ａｎａｌｙｓｉｓ ｏｆ ｏｒｔｈｏｇｏｎａｌ ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔ
Ｔｅｓｔ ｎｕｍｂｅｒ Ｆａｃｔｏｒ
Ａ Ｂ Ｃ Ｄ Ｅｘｔｒａｃｔｉｏｎ ｒａｔｅ［％］
１ １ １ １ １ ７１．６３
２ １ ２ ２ ２ ８９．４８
３ １ ３ ３ ３ ９０．０９
４ ２ １ ２ ３ ９５．９８ ５ ２ ２ ３ １ ８３．８６
６ ２
３ １ ２ ８６．９５
７ ３ １ ３ ２ ９０．１０
８ ３ ２ １ ３ ７８．３３
９ ３ ３ ２ １ ７９．９０
ｋ１ ８３．７３ ８５．９０ ７８．９７ ７８．４６
ｋ２ ８８．９３ ８３．８９ ８８．３５ ８８．８４
ｋ３ ８２．７８ ８５．６５ ８８．０２ ８８．１３
Ｒ ６．１５ ２．０１ ９．３８ １０．３８
Ｔａｂｌｅ ３． Ｖａｒｉａｎｃｅ ａｎａｌｙｓｉｓ ｏｆ ｏｒｔｈｏｇｏｎａｌ ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔ
Ｖａｒｉａｎｃｅ ｓｏｕｒｃｅ Ｓｕｍ－ｏｆ－ｓｑｕａｒｅｓ Ｄｅｇｒｅｅ ｏｆ ｆｒｅｅｄｏｍ Ｍｅａｎ
ｓｑｕａｒｅ Ｆ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔ
Ｐｅｐｓｉｎ ｄｏｓａｇｅ １９４．５７７ ２ ９７．２８８ ５．９１６ ＊
ｔｉｍｅ ２２．１６２ ２ １１．０８１ ０．６７４
Ａｃｅｔｉｃ ａｃｉｄ
ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ ５１９．８９５ ２ ２５９．９５ １５．８１ ＊＊ Ｓｏｌｉｄ－ｌｉｑｕｉｄ ｒａｔｉｏ ５９７．０００ ２ ２９８．５０ １８．１５ ＊＊
Ｅｒｒｏｒ ２９６．０２１ １８ １６．４４６
Ｃｏｒｒｅｃｔｅｄ ｔｏｔａｌ １６２９．６６ ２６
Ａｍｉｎｏ ａｃｉｄ ｐｏｓｉｔｉｏｎ． Ｔｈｅ ａｍｉｎｏ ａｃｉｄ ｐｏｓｉｔｉｏｎ ｏｆ Ａｍｉｕｒｕｓ ｎｅｂｕｌｏｓｕｓ ｓｋｉｎ ｐｅｐｓｉｎ－ｓｏｌｕｂｌｅ ｃｏｌｌａｇｅｎ ｗａｓ ｓｈｏｗｎ ｉｎ Ｔａｂｌｅ ４． Ｐｅｐｓｉｎ－ｓｏｌｕｂｌｅ ｃｏｌｌａｇｅｎ ｗａｓ ｒｉｃｈ ｉｎ ｇｌｙｃｉｎｅ， ｐｒｏｌｉｎｅ ａｎｄ ｇｌｕｔａｍｉｃ ａｃｉｄ， ｂｕｔ ｐｏｏｒ ｉｎ ｌｅｕｃｉｎｅ ａｎｄ ｐｈｅｎｙｌａｌａｎｉｎｅ． Ｇｌｙｃｉｎｅ ｗａｓ ｔｈｅ ｍｏｓｔ ａｂｕｎｄａｎｔ ａｍｉｎｏ ａｃｉｄ ｉｎ Ａｍｉｕｒｕｓ ｎｅｂｕｌｏｓｕｓ ｓｋｉｎ ｃｏｌｌａｇｅｎ ａｌｔｈｏｕｇｈ ｉｔ ｗａｓ ｏｎｌｙ ２２．７８％， ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ ｌｏｗｅｒ ｔｈａｎ ｔｈａｔ ｏｆ Ｇａｒｉｅｐｉｎｕｓ ｓｐｐ
［１７］ ａｎｄ ｃｈａｎｎｅｌ ｃａｆｉｓｈ ［１８］ ， ｂｕｔ ｓｉｍｉｌａｒ ｔｏ ｔｈａｔ ｏｆ Ｎｉｌｅ ｐｅｒｃｈ ［１９－２０］． Ｃｙｓｔｅｉｎｅ ｗａｓ ｆｏｕｎｄ ｌｉｔｔｌｅ ｉｎ ｔｈｅ ｃｏｌｌａｇｅｎ， ａｎｄ ｍｅｔｈｉｏｎｉｎｅ， ｔｙｒｏｓｉｎｅ ａｎｄ ｈｉｓｔｉｄｉｎｅ ｗｅｒｅ ｌｏｗ ｊｕｓｔ ｌｉｋｅ ｍａｎｙ ｆｉｓｈ ｓｐｅｃｉｅｓ ｃｏｌｌａｇｅｎｓ
［２１－２４］． Ａ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔ ｏｂｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｗａｓ ｔｈｅ ｈｉｇｈｅｒ ｔｏｔａｌ ｉｍｉｎｏ ａｃｉｄ ｃｏｎｔｅｎｔ ｏｆ ２１．０５％， ｗｈｉｃｈ ｗａｓ ｍｏｒｅ ｔｈａｎ ｔｈａｔ ｉｎ ｃｏｌｄ－ｗａｔｅｒ ｆｉｓｈ ｓｐｅｃｉｅｓ ｏｆ １６－１８％ ［２３， ２５－２６］， ｂｕｔ ｌｏｗｅｒ ｔｈａｎ ｔｈａｔ ｉｎ ｔｉｌａｐｉａ ｏｆ ２５．４％ ［２２］ ｗｈｉｃｈ ｗａｓ ｔｈｅ ｈｉｇｈｅｓｔ ｉｎ ｆｉｓｈ ｃｏｌｌａｇｅｎｓ． Ｔｈｅ ｅｓｓｅｎｔｉａｌ ａｍｉｎｏ ａｃｉｄ （Ｔｈｒｅｏｎｉｎｅ， Ｖａｌｉｎｅ， Ｍｅｔｈｉｏｎｉｎｅ， Ｉｓｏｌｅｕｃｉｎｅ， Ｌｅｕｃｉｎｅ， Ｐｈｅｎｙｌａｌａｎｉｎｅ， Ｌｙｓｉｎｅ， ａｎｄ ｔｒｙｐｔｏｐｈａｎ） ｃｏｎｔｅｎｔ ｗａｓ １７．８８％． Ｔｈｅ ｓｅｍｉ－ｅｓｓｅｎｔｉａｌ ａｍｉｎｏ ａｃｉｄ （Ｈｉｓｔｉｄｉｎｅ， Ａｒｇｉｎｉｎｅ） ｃｏｎｔｅｎｔ ｗａｓ ９．０６％．
Ｔｈｅ ｈｉｇｈｅｒ ｉｍｉｎｏ ａｃｉｄ ｃｏｎｔｅｎｔ ａｎｄ ｈｉｇｈｅｒ ｄｅｎａｔｕｒａｔｉｏｎ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ｏｆ ｃｏｌｌａｇｅｎ ｏｆ Ａｍｉｕｒｕｓ ｎｅｂｕｌｏｓｕｓ， ｉｎ ｐａｒｉｓｏｎ ｗｉｔｈ ｃｏｌｄ－ｗａｔｅｒ ｆｉｓｈ ｓｐｅｃｉｅｓ ａｒｅ ｉｎ ａｇｒｅｅｍｅｎｔ ｗｉｔｈ ｏｂｓｅｒｖａｔｉｏｎｓ ｂｙ Ｒｉｇｂｙ （１９６８） ［２７］ ｔｈａｔ ｔｈｅｒｍａｌ ｓｔａｂｉｌｉｔｙ ｏｆ ｃｏｌｌａｇｅｎ ｉｎｃｒｅａｓｅｓ ｗｉｔｈ ｉｍｉｎｏ ａｃｉｄ ｃｏｎｔｅｎｔ．
Ｔａｂｌｅ ４． Ａｍｉｎｏ ａｃｉｄ ｐｏｓｉｔｉｏｎ ｏｆ
ｐｅｐｓｉｎ－ｓｏｌｕｂｌｅ ｃｏｌｌａｇｅｎｓ ｆｒｏｍ ｔｈｅ ｓｋｉｎ ｏｆ
Ａｍｉｕｒｕｓ ｎｅｂｕｌｏｓｕｓ
Ａｍｉｎｏ ａｃｉｄ Ｐｅｐｓｉｎ－ｓｏｌｕｂｌｅ ｃｏｌｌａｇｅｎ［％］
Ａｓｐａｒｔｉｃ ａｃｉｄ ５．６２
Ｇｌｕｔａｍｉｃ ａｃｉｄ １０．０３
Ｓｅｒｉｎｅ ３．９１
Ｈｉｓｔｉｄｉｎｅ ０．９８
Ａｒｇｉｎｉｎｅ ８．０８
Ｇｌｙｃｉｎｅ ２２．７８
Ｔｈｒｅｏｎｉｎｅ ３．４７
Ｐｒｏｌｉｎｅ １２．３３
Ａｌａｎｉｎｅ ９．０１
Ｖａｌｉｎｅ ２．６４
Ｍｅｔｈｉｏｎｉｎｅ １．０２
Ｃｙｓｔｉｎｅ ０．０５
Ｉｓｏｌｅｕｃｉｎｅ １．７８
Ｌｅｕｃｉｎｅ ２．８９ Ｐｈｅｎｙｌａｌａｎｉｎｅ ２．２２ １ ２ ３
Ｌｙｓｉｎｅ ３．６６ Ｆｉｇ ６． ＳＤＳ－ＰＡＧＥ ｐａｔｔｅｒｎｓ ｏｆ ＡＳＣ ａｎｄ ＰＳＣ Ｔｙｒｏｓｉｎｅ ０．６４ ｆｒｏｍ ｔｈｅ ｓｋｉｎ ｏｆ Ａｍｉｕｒｕｓ ｎｅｂｕｌｏｓｕｓ ｌｉｎｅ １： ｈｉｇｈ ｔｒｙｐｔｏｐｈａｎ ０．２０ ｍｏｌｅｃｕｌａｒ ｗｅｉｇｈｔ ｍａｒｋｅｒ； ｌｉｎｅ ２： Ａｍｉｕｒｕｓ Ｈｙｄｒｏｘｙｐｒｏｌｉｎｅ ８．７２ ｎｅｂｕｌｏｓｕｓ ｓｋｉｎ ＡＳＣ； ｌｉｎｅ ３ Ａｍｉｕｒｕｓ ｎｅｂｕｌｏｓｕｓ
Ｔｏｔａｌ １００ ｓｋｉｎ ＰＳＣ
ＳＤＳ－ｐｏｌｙａｃｒｙｌａｍｉｄｅ ｇｅｌ ｅｌｅｃｔｒｏｐｈｏｒｅｓｉｓ （ＳＤＳ－ＰＡＧＥ）． ＳＤＳ－ＰＡＧＥ ｓｈｏｗｅｄ ｔｈａｔ ｐｅｐｓｉｎ－ｓｏｌｕｂｌｅ ｃｏｌｌａｇｅｎ ｆｒｏｍ ｔｈｅ ｓｋｉｎ ｏｆ Ａｍｉｕｒｕｓ ｎｅｂｕｌｏｓｕｓ ｃｏｎｓｉｓｔｅｄ ｏｆ α ｃｈａｉｎｓ ａｎｄ ｔｈｅｉｒ ｄｉｍｍｅｒｓ （β ｃｈａｉｎｓ） （Ｆｉｇ
６）． Ｔｈｅ α ｐｏｎｅｎｔｓ ｓｈｏｗｅｄ ｔｗｏ ｄｉｓｔｉｎｃｔ ｓｐｅｃｉｅｓ ｖａｒｙｉｎｇ ｉｎ ｔｈｅｉｒ ｍｏｂｉｌｉｔｙ． Ｔｈｉｓ ｗａｓ ｓｉｍｉｌａｒ ｔｏ ｔｈｅ ｐａｔｔｅｒｎ ｏｂｓｅｒｖｅｄ ｉｎ ｓｅｖｅｒａｌ ｏｔｈｅｒ ｆｉｓｈ ｓｐｅｃｉｅｓ ［２７－２９］．ａｎｄ ｗａｓ ｔｙｐｉｃａｌ ｏｆ ｔｙｐｅ Ｉ ｃｏｌｌａｇｅｎ ［３０］．Ｉｔ ｉｎｄｉｃａｔｅｄ ｔｈａｔ ｔｈｅ ｐｅｐｓｉｎ－ｓｏｌｕｂｌｅ ｃｏｌｌａｇｅｎ ｆｒｏｍ Ａｍｉｕｒｕｓ ｎｅｂｕｌｏｓｕｓ ｓｋｉｎ ａｐｐｅａｒｉｎｇ ｔｏ ｔｙｐｅ Ｉ ｃｏｌｌａｇｅｎ． ＵＶ–Ｖｉｓ ｓｐｅｃｔｒａ． Ｐｒｏｔｅｉｎ ｈａｓ ｅｖｉｄｅｎｔ ａｂｓｏｒｐｔｉｏｎ ｉｎ ｔｈｅ ｒｅｇｉｏｎ ｏｆ ｕｌｔｒａｖｉｏｌｅｔ ｌｉｇｈｔ． Ｉｔ ｉｓ ｄｕｅ ｔｏ ｔｈｅ ｕｌｔｒａｖｉｏｌｅｔ ｐｈｅｎａｃｙｌｍｅｔｈｙｌｅｎｅ ｇｒｏｕｐｓ ｉｎ ｐｒｏｔｅｉｎ ｍｏｌｅｃｕｌｅ． Ｇｅｎｅｒａｌｌｙ， ｔｈｅ ｍａｘｉｍｕｍ ａｂｓｏｒｐｔｉｏｎ ｗａｖｅｌｅｎｇｔｈ ｏｆ ｐｒｏｔｅｉｎ ｂｅｔｗｅｅｎ ２５０ ｔｏ ２９０ ｎｍ． Ｈｏｗｅｖｅｒ， ｔｈｅｒｅ ｉｓ ｎｏ ｏｂｖｉｏｕｓ ａｂｓｏｒｐｔｉｏｎ ｆｏｒ ｃｏｌｌａｇｅｎ ｉｎ ｔｈｉｓ ｒｅｇｉｏｎ． ＵＶ－Ｖｉｓ ｓｐｅｃｔｒａ ｏｆ ｐｅｐｓｉｎ－ｓｏｌｕｂｌｅ ｃｏｌｌａｇｅｎ ｆｒｏｍ Ａｍｉｕｒｕｓ ｎｅｂｕｌｏｓｕｓ ｓｋｉｎ ｗａｓ ｓｈｏｗｎ ｉｎ Ｆｉｇ． ７． Ｐｅｐｓｉｎ－ｓｏｌｕｂｌｅ ｃｏｌｌａｇｅｎ ｈａｄ ａｂｓｏｒｐｔｉｏｎ ｎｅａｒ ２３４ ｎｍ． Ｔｈｉｓ ｗａｓ ｉｎ ａｇｒｅｅｍｅｎｔ ｗｉｔｈ ｔｈｏｓｅ ｏｆ ｃｏｌｌａｇｅｎｓ ｆｒｏｍ ｂｕｌｌｆｒｏｇ ｓｋｉｎ （２３６ ｎｍ） ［３３］ ａｎｄ ｃｈａｎｎｅｌ ｃａｔｆｉｓｈ ｓｋｉｎ （２３２ ｎｍ） ［１８］． Ａｌｓｏ， ｔｈｉｓ ｒｅｓｕｌｔ ｆｕｒｔｈｅｒ ｐｒｏｖｅｄ ｔｈａｔ ａ ｈｉｇｈ－ｐｕｒｉｔｙ ｗａｓ ａｃｈｉｅｖｅｄ ｆｏｒ ｐｅｐｓｉｎ－ｓｏｌｕｂｌｅ ｆｒｏｍ Ａｍｉｕｒｕｓ ｎｅｂｕｌｏｓｕｓ ｓｋｉｎ． ０．６００．８
ｅ０．４５０．６
ｃ
ｎ
ａ０．４
ｂｒ０．３０Ａ
ｏ ｓ０．２
ｂ
Ａ６３０．７１０．１５０．００．００－０．２
２００２５０３００３５０４００４５０５００４０００３０００２０００１０００
Ｗａｖｅｌｅｎｇｔｈ （ｎｍ）Ｗａｖｅｎｕｍｂｅｒ（ｃｍ－１）
Ｆｉｇ ７． ＵＶ－Ｖｉｓ ｓｐｅｃｔｒａ ｏｆ ｐｅｐｓｉｎ－ｓｏｌｕｂｌｅ Ｆｉｇ ８． Ｆｏｕｒｉｅｒ ｔｒａｎｓｆｏｒｍ ｉｎｆｒａｒｅｄ ｓｐｅｃｔｒｕｍ ｏｆ ｃｏｌｌａｇｅｎ ｆｒｏｍ Ａｍｉｕｒｕｓ ｎｅｂｕｌｏｓｕｓ ｓｋｉｎ． ｐｅｐｓｉｎ－ｓｏｌｕｂｌｅ ｃｏｌｌａｇｅｎ ｏｆ Ａｍｉｕｒｕｓ ｎｅｂｕｌｏｓｕｓ
ｓｋｉｎ．
Ｆｏｕｒｉｅｒ ｔｒａｎｓｆｏｒｍｓ ｉｎｆｒａｒｅｄ ｓｐｅｃｔｒａ （ＦＴＩＲ）． Ｔｈｅ Ｆｏｕｒｉｅｒ ｔｒａｎｓｆｏｒｍｓ ｉｎｆｒａｒｅｄ ｓｐｅｃｔｒｏｓｃｏｐｙ ｏｆ ｔｈｅ ｐｅｐｓｉｎ－ｓｏｌｕｂｌｅ ｃｏｌｌａｇｅｎ ｆｒｏｍ ｔｈｅ ｓｋｉｎ ｏｆ Ａｍｉｕｒｕｓ ｎｅｂｕｌｏｓｕｓ ｗａｓ ｒｅｐｒｅｓｅｎｔｅｄ ｉｎ Ｆｉｇ．８． Ｉｔ ｗａｓ ｓｉｍｉｌａｒ ｔｏ ｔｈａｔ ｏｆ ｏｔｈｅｒ ｓｐｅｃｉｅｓ ｃｏｌｌａｇｅｎｓ ［３１－３２］． Ｇｅｎｅｒａｌｌｙ， ａ ｆｒｅｅ Ｎ－Ｈ ｓｔｒｅｔｃｈｉｎｇ ｖｉｂｒａｔｉｏｎ ｏｃｃｕｒｓ ｉｎ ｔｈｅ ｒａｎｇｅ ｏｆ ３４００–３４４０ ｃｍ－１． Ｗｈｅｎ ｔｈｅ ＮＨ ｇｒｏｕｐ ｏｆ ａ ｐｅｐｔｉｄｅ ｉｓ ｉｎｖｏｌｖｅｄ ｉｎ ａ ｈｙｄｒｏｇｅｎ ｂｏｎｄ， ｔｈｅ ｐｏｓｉｔｉｏｎ ｉｓ ｓｈｉｆｔｅｄ ｔｏ ｌｏｗｅｒ ｆｒｅｑｕｅｎｃｙ， ｕｓｕａｌｌｙ ３３００ ｃｍ－１
－１［３３］． Ｔｈｅ ａｍｉｄｅ Ａ ｂａｎｄ ｐｏｓｉｔｉｏｎ ｗａｓ ｆｏｕｎｄ ａｔ ３２９８．２２ ｃｍ， ｗｈｉｃｈ ｗａｓ ｔｈｅ ａｂｓｏｒｐｔｉｏｎ ｂａｎｄ ｏｆ Ｎ－Ｈ ｓｔｒｅｔｃｈｉｎｇ． Ｉｔ ｓｈｏｗｅｄ ｔｈａｔ ｔｈｅｒｅ ｗｅｒｅ ｈｙｄｒｏｇｅｎ ｂｏｎｄｓ ｐｒｅｓｅｎｔｅｄ ｉｎ ｐｅｐｓｉｎ－ｓｏｌｕｂｌｅ ｃｏｌｌａｇｅｎ． Ａｍｉｄｅ Ｂ ｂａｎｄ ｗａｓ ｆｏｕｎｄ ａｔ ３０８０．２６ ｃｍ－１， ｗｈｅｒｅ ｔｈｅ ａｍｉｄｅ Ｂ ｂａｎｄ ｏｆ ｃｏｌｌａｇｅｎ ａｌｗａｙｓ ａｐｐｅａｒｓ ［３４］．Ｔｈｅ ｓｐｅｃｔｒａ ｏｆ ｔｈｅ ｐｅｐｓｉｎ－ｓｏｌｕｂｌｅ ｃｏｌｌａｇｅｎ ｄｉｓｐｅｒｓｉｏｎｓ ａｌｓｏ ｄｅｍｏｎｓｔｒａｔｅｄ ｔｈｅ ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｓｔｉｃ ｐａｔｔｅｒｎ ｒｅｆｌｅｃｔｉｎｇ ｔｈｅ ａｍｉｄｅ Ｉ ｂａｎｄ ａｔ １６６８．４０ ｃｍ－１， ｔｈｅ ａｍｉｄｅ ＩＩ ｂａｎｄ ａｔ １５３９．１７ ｃｍ－１， ａｎｄ ｔｈｅ ａｍｉｄｅ ＩＩＩ ｂａｎｄ ａｔ ８．２８ ｃｍ－１， ｒｅｓｕｌｔｉｎｇ ｆｒｏｍ Ｃ＝Ｏ－ｓｔｒｅｔｃｈｉｎｇ， Ｎ＝Ｈ－ｂｅｎｄｉｎｇ ｖｉｂｒａｔｉｏｎｓ ａｎｄ Ｃ＝Ｈ－ｓｔｒｅｔｃｈｉｎｇ ［３５］， ｒｅｓｐｅｃｔｉｖｅｌｙ． Ｔｈｅ ａｍｉｄｅ Ｉ ｂａｎｄ ｗｈｉｃｈ ｉｓ ａｓｓｏｃｉａｔｅｄ ｗｉｔｈ ｔｈｅ ｓｅｃｏｎｄａｒｙ ｓｔｒｕｃｔｕｒｅ ｏｆ ｔｈｅ ｐｒｏｔｅｉｎ ａｎｄ ｔｈｅ ａｍｉｄｅ ＩＩＩ ｂａｎｄ ｐｒｏｖｅｄ ｔｈｅ ｅｘｉｓｔｅｎｃｅ ｏｆ ｈｅｌｉｃａｌ ｓｔｒｕｃｔｕｒｅ ［１９－２０， ３６］． Ｔｈｕｓ， ｔｈｅ ＦＴＩＲ ｉｎｖｅｓｔｉｇａｔｉｏｎｓ ｉｎｄｉｃａｔｅｄ ｔｈｅ ｅｘｉｓｔｅｎｃｅ ｏｆ ｈｅｌｉｃａｌ ａｒｒａｎｇｅｍｅｎｔｓ ｏｆ ｓｋｉｎ ｃｏｌｌａｇｅｎ ｏｆ Ａｍｉｕｒｕｓ ｎｅｂｕｌｏｓｕｓ．
Ｄｅｎａｔｕｒａｔｉｏｎ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ． Ｆｉｇ．９ ｓｈｏｗｅｄ ｆｒａｃｔｉｏｎａｌ ｖｉｓｃｏｓｉｔｙ ｆｏｒ ｐｅｐｓｉｎ－ｓｏｌｕｂｌｅ ｃｏｌｌａｇｅｎ ｏｆ Ａｍｉｕｒｕｓ ｎｅｂｕｌｏｓｕｓ ｓｋｉｎ． Ｔｈｅ ｖｉｓｃｏｓｉｔｙ
ｏｆ ｃｏｌｌａｇｅｎｓ ｒｅｄｕｃｅｄ ｇｒｅａｔｌｙ ｗｉｔｈ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ． Ｔｈｅ ｄｅｎａｔｕｒａｔｉｏｎ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ （Ｔｄ） ｏｆ ｔｈｅ ｃｏｌｌａｇｅｎｓ ｗａｓ ｔａｋｅｎ ｔｏ ｂｅ ｔｈｅ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ａｔ ｗｈｉｃｈ ｔｈｅ ｆｒａｃｔｉｏｎａｌ ｖｉｓｃｏｓｉｔｙ ｗａｓ ０．５． Ｔｄ ｏｆ ｔｈｅ ｓｋｉｎ ｃｏｌｌａｇｅｎ ｏｆ Ａｍｉｕｒｕｓ ｎｅｂｕｌｏｓｕｓ ｗａｓ ａｂｏｕｔ ２２．０℃ ｔｈａｔ ｗａｓ ｌｏｗｅｒ ｂｙ ａｂｏｕｔ １５℃ ｔｈａｎ ｔｈａｔ ｏｆ ｐｏｒｃｉｎｅ ｓｋｉｎ ｃｏｌｌａｇｅｎ （３７．０℃）． Ｉｔ ｗａｓ ａｌｓｏ ｌｏｗｅｒ ｔｈａｎ ｍａｎｙ ｃｏｌｄ－ｗａｔｅｒ ｆｉｓｈ， ｓｕｃｈ ａｓ Ｊａｐａｎｅｓｅ ｓｅａｂａｓｓ （２６．５℃） ［６］， ｃｈｕｂ ｍａｃｋｅｒｅｌ （２５．６℃）， ｂｕｌｌｈｅａｄ ｓｈａｒｋ （２５ ℃）， Ｏｃｅｌｌａｔｅ ｐｕｆｆｅｒ ｆｉｓｈ （２８℃） ［５］ ， ｐａｐｅｒ ｎａｕｔｉｌｕｓ （２７℃） ［５］， ｒｈｉｚｏｓｔｏｍｏｕｓ ｊｅｌｌｙｆｉｓｈ （２８．８℃） ［６］． Ｔｈｅｓｅ ｏｂｓｅｒｖａｔｉｏｎｓ ｗｅｒｅ ａｔｔｒｉｂｕｔｅｄ ｔｏ ｔｈｅ ｈｉｇｈ ａｍｉｎｏ ａｃｉｄ ｃｏｎｔｅｎｔ ａｎｄ ｈｉｇｈ ｄｅｇｒｅｅ ｏｆ ｈｙｄｒｏｘｙｌａｔｉｏｎ ｏｆ ｐｒｏｌｉｎｅ． Ｈｙｄｒｏｘｙｐｒｏｌｉｎｅ ｉｓ ｉｍｐｏｒｔａｎｔ ｉｎ ｍａｉｎｔａｉｎｉｎｇ ｔｈｅ ｓｔａｂｉｌｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅ ｔｒｉｍｍｅｒｓ ｉｎ ｃｏｌｌａｇｅｎ． Ｉｔ ｉｓ
ｋｎｏｗｎ ｔｈａｔ ｔｈｅ ｓｔａｂｉｌｉｔｙ ｏｆ ｃｏｌｌａｇｅｎ ｉｓ ｃｏｒｒｅｌａｔｅｄ ｗｉｔｈ ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔａｌ ａｎｄ ｂｏｄｙ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ［２７］． Ｔｈｉｓ ｒｅｓｕｌｔ ｗｅｌｌ ｓｕｐｐｏｒｔｅｄ ｔｈｅｓｅ ｆｉｎｄｉｎｇｓ．
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００１５３０４５６０７５９０
Ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ（℃）
Ｆｉｇ ９． Ｔｈｅｒｍａｌ ｄｅｎａｔｕｒａｔｉｏｎ ｃｕｒｖｅ ｏｆ Ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ（℃）
Ｆｉｇ １０． Ｔｈｅｒｍａｌ ｔｒａｎｓｉｔｉｏｎ ｃｕｒｖｅ ｏｆ
ｐｅｐｓｉｎ－ｓｏｌｕｂｌｅ ｃｏｌｌａｇｅｎ ｓｏｌｕｔｉｏｎ ｗａｓ ｍｅａｓｕｒｅｄ ｐｅｐｓｉｎ－ｓｏｌｕｂｌｅ ｃｏｌｌａｇｅｎ （ＰＳＣ） ｆｒｏｍ Ａｍｉｕｒｕｓ ｂｙ ｖｉｓｃｏｓｉｔｙ ｉｎ ０．５ Ｍ ａｃｅｔｉｃ ａｃｉｄ． Ｔｈｅ ｉｎｃｕｂａｔｉｏｎ ｎｅｂｕｌｏｓｕｓ ｓｋｉｎ， ａｓ ｓｈｏｗｎ ｂｙ ＤＳＣ． ｔｉｍｅ ａｔ ｅａｃｈ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ｗａｓ １０ ｍｉｎ， ａｎｄ ｔｈｅ
ｃｏｌｌａｇｅｎ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ ｗａｓ ０．５ ｍｇ／ｍｌ．
Ｄｉｆｆｅｒｅｎｔｉａｌ ｓｃａｎｎｉｎｇ ｃａｌｏｒｉｍｅｔｒｉｃ （ＤＳＣ）． Ｔｈｅｒｍａｌ ｓｔａｂｉｌｉｔｙ ｏｆ ｃｏｌｌａｇｅｎ ｉｓ ｕｓｕａｌｌｙ ｄｅｓｃｒｉｂｅｄ ｂｙ ｔｈｅ ｄｅｎａｔｕｒａｔｉｏｎ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ （Ｔｄ） ｉｎ ｓｏｌｕｔｉｏｎ ａｎｄ ｔｈｅ ｓｈｒｉｎｋａｇｅ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ （Ｔｓ） ｏｆ ｆｉｂｅｒ． Ｔｈｅ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ａｔ ｗｈｉｃｈ ｔｈｅ ｔｒｉｐｌｅ ｈｅｌｉｘ ｓｔｒｕｃｔｕｒｅ ｏｆ ｃｏｌｌａｇｅｎ ｉｓ ｄｉｓｉｎｔｅｇｒａｔｅｄ ｉｎｔｏ ｒａｎｄｏｍ ｃｏｉｌｓ ｉｓ ｃｏｎｓｉｄｅｒｅｄ ａｓ Ｔｄ ［３７］． Ｔｈｅ ｓｈｒｉｎｋａｇｅ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ｒｅｆｅｒｓ ｔｏ ｔｈｅ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ａｔ ｗｈｉｃｈ ｃｏｌｌａｇｅｎ ｆｉｂｅｒ ｓｈｒｉｎｋｓ ｔｏ ｏｎｅ ｔｈｉｒｄ ｏｆ ｉｔｓ ｌｅｎｇｔｈ ［３８］． Ｄｕｒｉｎｇ ｔｈｅ ｓｈｒｉｎｋａｇｅ ｐｒｏｃｅｓｓ， ａ ｐｈａｓｅ ｔｒａｎｓｉｔｉｏｎ ｉｎｖｏｌｖｅｓ ｔｈｅ ｃｏｎｖｅｒｓｉｏｎ ｏｆ ａ ｃｒｙｓｔａｌｌｉｎｅ ｔｒｉｐｌｅ ｈｅｌｉｃａｌ ｃｏｌｌａｇｅｎ ｓｔｒｕｃｔｕｒｅ ｔｏ ａｎ ａｍｏｒｐｈｏｕｓ ｒａｎｄｏｍ ｃｏｉｌ ｆｏｒｍ ［３９］． Ｔｓ ｏｆ ｐｅｐｓｉｎ－ｓｏｌｕｂｌｅ ｃｏｌｌａｇｅｎ ｆｒｏｍ Ａｍｉｕｒｕｓ ｎｅｂｕｌｏｓｕｓ ｓｋｉｎ ｗａｓ ｆｏｕｎｄ ｔｏ ｂｅ ａｔ ６６．６３℃（Ｆｉｇ．１０）， ａｂｏｕｔ ４℃ ｈｉｇｈｅｒ ｔｈａｎ ｔｈａｔ ｏｆ ｔｙｐｅ І ｃｏｌｌａｇｅｎ ｆｒｏｍ ｂｏｖｉｎｅ ｓｋｉｎ （６２．０℃） ａｎｄ ｈｉｇｈｅｒ ｔｈａｎ ｔｈａｔ ｏｆ ＰＳＣ ｆｒｏｍ ｔｈｅ ｂｏｄｙ ｗａｌｌ ｏｆ ｓｅａ ｃｕｃｕｍｂｅｒ （５７．０
℃） ［１６］． Ｔｈｅ ｔｈｅｒｍａｌ ｓｔａｂｉｌｉｔｙ ｉｓ ｉｎｆｌｕｅｎｃｅｄ ｂｙ ｔｈｅ ｉｍｉｄｏ ａｃｉｄ ｃｏｎｔｅｎｔ， ｔｈｅ ｈｉｇｈｅｒ ｔｈｅ ｉｍｉｄｏ ａｃｉｄ ｃｏｎｔｅｎｔ， ｔｈｅ ｍｏｒｅ ｓｔａｂｌｅ ｔｈｅ ｈｅｌｉｃｅｓ， ｆｏｒ ｔｈｅ ｍｏｌｅｃｕｌａｒ ｓｔｒｕｃｔｕｒｅ ｏｆ ｃｏｌｌａｇｅｎ ｉｓ ｍａｉｎｔａｉｎｅｄ ｍａｉｎｌｙ ｂｙ ｒｅｓｔｒｉｃｔｉｏｎｓ ｏｎ ｃｈａｎｇｅｓ ｉｎ ｔｈｅ ｓｅｃｏｎｄａｒｙ ｓｔｒｕｃｔｕｒｅ ｏｆ ｔｈｅ ｐｏｌｙｐｅｐｔｉｄｅ ｃｈａｉｎ （ｉｍｐｏｓｅｄ ｂｙ ｔｈｅ ｐｙｒｒｏｌｉｄｉｎｅ ｒｉｎｇｓ ｏｆ ｐｒｏｌｉｎｅ ａｎｄ ｈｙｄｒｏｘｙｐｒｏｌｉｎｅ）， ａｎｄ ａｌｓｏ ｍａｉｎｔａｉｎｅｄ ｐａｒｔｉａｌｌｙ ｂｙ ｔｈｅ ｈｙｄｒｏｇｅｎ ｂｏｎｄ ａｂｉｌｉｔｙ ｔｈｒｏｕｇｈ ｔｈｅ ｈｙｄｒｏｘｙｌ ｇｒｏｕｐ ｏｆ ｈｙｄｒｏｘｙｐｒｏｌｉｎｅ ［３１］． Ｏｎ ｔｈｅ ｏｔｈｅｒ ｈａｎｄ， ｔｈｅ ｓｔａｂｉｌｉｔｙ ｏｆ ｃｏｌｌａｇｅｎ ｉｓ ａｌｓｏ ｋｎｏｗｎ ｔｏ ｂｅ ｃｏｒｒｅｌａｔｅｄ ｗｉｔｈ ｔｈｅ ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔａｌ ａｎｄ ｂｏｄｙ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅｓ
［２７］．
Ｃｏｎｃｌｕｓｉｏｎ
Ｐｅｐｓｉｎ－ｓｏｌｕｂｌｅ ｃｏｌｌａｇｅｎ ｅｘｔｒａｃｔｅｄ ｆｒｏｍ Ａｍｉｕｒｕｓ ｎｅｂｕｌｏｓｕｓ ｓｋｉｎ ｗｉｔｈ ａ ｈｉｇｈ ｙｉｅｌｄ ｏｆ ９７．４４％ ｗａｓ ｃｌａｓｓｉｆｉｅｄ ａｓ ｔｙｐｅ Ｉ ｃｏｌｌａｇｅｎ． Ｉｔ ｈａｄ ａ ｄｉｓｔｉｎｃｔ ａｍｉｎｏ ａｃｉｄ ｐｏｓｉｔｉｏｎ ａｎｄ ｔｈｅｒｍａｌ ｓｔａｂｉｌｉｔｙ， ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｆｒｏｍ ｔｈｏｓｅ ｏｆ ｂｏｖｉｎｅ ｏｒ ｐｏｒｃｉｎｅ ｓｋｉｎ ｃｏｌｌａｇｅｎｓ． Ｔｈｅ ｔｒａｎｓｉｔｉｏｎ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ｏｒ ｄｅｎａｔｕｒａｔｉｏｎ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ｏｆ ｔｈｅ ｃｏｌｌａｇｅｎ ｆｒｏｍ Ａｍｉｕｒｕｓ ｎｅｂｕｌｏｓｕｓ ｓｋｉｎ ｗａｓ ｌｏｗｅｒ ｔｈａｎ ｔｈｏｓｅ ｏｆ ｃｏｌｌａｇｅｎｓ ｆｒｏｍ ｍａｍｍａｌｓ． ＦＴＩＲ ｉｎｖｅｓｔｉｇａｔｉｏｎｓ ｓｈｏｗｅｄ ｔｈｅ ｅｘｉｓｔｅｎｃｅ ｏｆ ｈｅｌｉｃａｌ ａｒｒａｎｇｅｍｅｎｔｓ ｏｆ ｃｏｌｌａｇｅｎ． Ｔｈｕｓ， Ａｍｉｕｒｕｓ ｎｅｂｕｌｏｓｕｓ ｓｋｉｎ ｗａｓ ａ ｇｏｏｄ ｓｏｕｒｃｅ ｏｆ ｃｏｌｌａｇｅｎ． Ｔｈｉｓ ｓｔｕｄｙ ｐｒｏｖｉｄｅｄ ａ ｔｈｅｏｒｅｔｉｃａｌ ｂａｓｉｓ ｆｏｒ ｃｏｌｌａｇｅｎ ｍｏｄｉｆｉｃａｔｉｏｎ ａｎｄ ｕｔｉｌｉｚａｔｉｏｎ． Ｈｏｗｅｖｅｒ， Ａｍｉｕｒｕｓ ｎｅｂｕｌｏｓｕｓ ｃｏｌｌａｇｅｎ ｍａｙ ｎｅｅｄ ｆｕｒｔｈｅｒ ｍｏｄｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｏｒ ｐｕｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｉｎ ｓｏｍｅ ｆｉｅｌｄｓ．
Ａｃｋｎｏｗｌｅｄｇｍｅｎｔｓ
Ｗｅ ａｒｅ ｇｒａｔｅｆｕｌ ｆｏｒ ｆｉｎａｎｃｉａｌ ｓｕｐｐｏｒｔ ｆｒｏｍ ｔｈｅ Ｒｅｓｅａｒｃｈ Ｇｒａｎｔｓ Ｃｏｍｍｉｔｔｅｅ ｏｆ ９４８ （Ｐｒｏｊｅｃｔ Ｎｏ．２０１０－Ｚ５７）．
Ｒｅｆｅｒｅｎｃｅｓ
［１］ Ｊ．Ｈ． Ｍｕｙｏｎｇａ， Ｃ．Ｇ．Ｂ． Ｃｏｌｅ， Ｋ．Ｇ． Ｄｕｏｄｕ： Ｆｏｏｄ Ｃｈｅｍｉｓｔｒｙ， Ｖｏｌ． ８５ （２００４）， ｐ． ８１
［２］ Ｐ． Ｋｉｔｔｉｐｈａｔｔａｎａｂａｗｏｎ， Ｓ． Ｂｅｎｊａｋｕｌ， Ｗ． Ｖｉｓｅｓａｎｇｕａｎ， Ｔ． Ｎａｇａｉ， Ｍ． Ｔａｎａｋａ： Ｆｏｏｄ Ｃｈｅｍｉｓｔｒｙ， Ｖｏｌ．
８９ （２００５）， ｐ． ３６３
［３］ Ｍ．Ｃ． Ｇｏｍｅｚ－Ｇｕｉｌｌｅｎ， Ｊ． Ｔｕｒｎａｙ， Ｍ．Ｄ． Ｆｅｒｎａｎｄｅｚ－Ｄｉａｚ， Ｎ． Ｕｌｍｏ， Ｍ．Ａ． Ｌｉｚａｒｂｅ， Ｐ． Ｍｏｎｔｅｒｏ： Ｆｏｏｄ Ｈｙｄｒｏｃｏｌｌｏｉｄｓ， Ｖｏｌ． １６ （２００２）， ｐ． ２５
［４］ Ｉ．Ｅ． Ｋｏｌａｄｚｉｅｊａｋａ， Ｚ． Ｓｉｌｏｒｓｋｉ， Ｃ． Ｎｉｅｃｉｋｏｗｓｋａ： Ｆｏｏｄ Ｃｈｅｍｉｓｔｒｙ， Ｖｏｌ． ６６ （１９９９）， ｐ． １５３
［５］ Ｎａｇａｉ， Ｔａｋｅｓｈｉ， Ａｒａｋｉ， Ｙｏｋｏ， Ｓｕｋｉ： Ｆｏｏｄ Ｃｈｅｍｉｓｔｒｙ， Ｖｏｌ． ７８ （２００２）， ｐ． １３７
［６］ Ｎａｇａｉ， Ｔａｋｅｓｈｉ， Ｓｕｋｉ， Ｎｏｂｕｔａｋａ： Ｆｏｏｄ Ｃｈｅｍｉｓｔｒｙ， Ｖｏｌ． ６８ （２０００）， ｐ． ２７７
［７］ Ｍ． Ｏｇａｗａ， Ｒ．Ｊ． Ｐｏｒｔｉｅｒ， Ｍ．Ｗ． Ｍｏｏｄｙ， Ｊ． Ｂｅｌｌ， Ｍ．Ａ． Ｓｃｈｅｘｎａｙｄｅｒ， Ｊ． Ｎ． Ｌｏｓｓｏ： Ｆｏｏｄ Ｃｈｅｍｉｓｔｒｙ，
Ｖｏｌ． ８８ （２００４）， ｐ． ４９５
［８］ Ｍ． Ｓａｄｏｗｓｋａ， Ｉ． Ｋｏｌａｄｚｉｅｊａｋａ， Ｃ． Ｎｉｅｃｉｋｏｗｓｋａ： Ｆｏｏｄ Ｃｈｅｍｉｓｔｒｙ， Ｖｏｌ． ８１ （２００３）， ｐ． ２５７
［９］ Ａ． Ｊｏｎｇｊａｒｅｏｎｒａｋ， Ｓ． Ｂｅｎｊａｋｕｌ， Ｗ． Ｖｉｓｅｓｓａｎｇｕａｎ， Ｔ． Ｎａｇａｉ， Ｍ． Ｔａｎａｋａ： Ｆｏｏｄ Ｃｈｅｍｉｓｔｒｙ， Ｖｏｌ． ９３ （２００５）， ｐ． ４７５
［１０］ Ｐ． Ｍｏｎｔｅｒｏ， Ｍ．Ｃ． Ｇｏ´ｍｅｚ－Ｇｕｉｌｌｅ´ｎ， Ａ．Ｊ． Ｂｏｒｄｅｒｉａｓ： Ｆｏｏｄ Ｃｈｅｍｉｓｔｒｙ， Ｖｏｌ． ６５ （１９９９）， ｐ． ５５
［１１］ Ｓ． Ｍｏｒｉｍｕｒａ， Ｈ Ｎａｇａｔａ， Ｙ． Ｕｅｍｕｒａ， Ａ． Ｆａｈｍｉ， Ｔ． Ｓｈｉｇｅｍａｔｓｕ， Ｋ． Ｋｉｄａ： Ｐｒｏｃｅｓｓ Ｂｉｏｃｈｅｍｉｓｔｒｙ，
Ｖｏｌ． ３７ （２００２）， ｐ． １４０３
［１２］ Ｋ． Ｙｏｓｈｉｍｕｒａ， Ｍ． Ｔｅｒａｓｈｉｍａ， Ｄ． Ｈｏｚａｎ， Ｋ． Ｓｈｉｒａｉ： Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ａｇｒｉｃｕｌｔｕｒｅ ａｎｄ Ｆｏｏｄ Ｃｈｅｍｉｓｔｒｙ，
Ｖｏｌ． ４８ （２０００）， ｐ． ６８５
［１３］ Ａｎｏｎｙｍｏｕｓ． Ｍｅａｔ ａｎｄ ｍｅａｔ ｐｒｏｄｕｃｔｓ－ｄｅｔｅｒｍｉｎａｔｉｏｎ ｏｆ Ｌ （－） ｈｙｄｒｏｘｙｐｒｏｌｉｎｅ ｃｏｎｔｅｎｔ （ｒｅｆｅｒｅｎｃｅ
ｍｅｔｈｏｄ） （Ｉｎｔｅｒｎａｔｉｏｎａｌ Ｓｔａｎｄａｒｄ， ＩＳＯ ３４９６（Ｅ） １９７８）
［１４］ Ｕ．Ｋ． Ｌａｅｍｍｌｉ： Ｎａｔｕｒｅ， Ｖｏｌ． ２２７ （１９７０）， ｐ． ６８０
［１５］ Ｓ． Ｋｉｍｕｒａ， Ｘ． Ｚｈｕ， Ｒ． Ｍａｔｓｕｉ， Ｍ． Ｓｈｉｊｏｈ， Ｓ． Ｔａｋａｍｉｚａｗａ： Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｆｏｏｄ Ｓｃｉｅｎｃｅ， Ｖｏｌ． ２３
（１９８８）， ｐ． １３１５
［１６］ Ｆ．Ｘ． Ｃｕｉ， Ｃ．Ｈ． Ｘｕｅ， Ｚ．Ｊ． Ｌｉ， Ｙ．Ｑ． Ｚｈａｎｇ， Ｐ． Ｄｏｎｇ， Ｘ． Ｙ． Ｆｕ： Ｆｏｏｄ Ｃｈｅｍｉｓｔｒｙ， Ｖｏｌ． １００ （２００７），
ｐ． １１２０
［１７］ Ｐ． Ｓｉｖａｋｕｍａｒ， Ｒ． Ａｒｉｃｈａｎｄｒａｎ， Ｌ． Ｓｕｇｕｎａ， Ｍ． Ｍａｒｉａｐｐａｎ， Ｇ． Ｃｈａｎｄｒａｋａｓａｎ： Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｆｉｓｈ
Ｂｉｏｌｏｇｙ， Ｖｏｌ． ５６ （２０００）， ｐ． ９９９
［１８］ Ｈ．Ｙ． Ｌｉｕ， Ｄ． Ｌｉ， Ｓ．Ｄ． Ｇｕｏ： Ｆｏｏｄ Ｃｈｅｍｉｓｔｒｙ， Ｖｏｌ． １０１ （２００７）， ｐ． ６２１
［１９］ Ｊ．Ｈ． Ｍｕｙｏｎｇａ， Ｃ．Ｇ．Ｂ． Ｃｏｌｅ， Ｋ．Ｇ． Ｄｕｏｄｕ： Ｆｏｏｄ Ｃｈｅｍｉｓｔｒｙ， Ｖｏｌ． ８５ （２００４ａ）， ｐ． ８１
［２０］ Ｊ．Ｈ． Ｍｕｙｏｎｇａ， Ｃ．Ｇ．Ｂ． Ｃｏｌｅ， Ｋ．Ｇ． Ｄｕｏｄｕ： Ｆｏｏｄ Ｃｈｅｍｉｓｔｒｙ， Ｖｏｌ． ８６ （２００４ｂ）， ｐ． ３２５
［２１］ Ｇ． Ｂａｌｉａｎ， Ｊ．Ｈ． Ｂｏｗｅｓ， Ｔｈｅ ｓｔｒｕｃｔｕｒｅ ａｎｄ ｐｒｏｐｅｒｔｉｅｓ ｏｆ ｃｏｌｌａｇｅｎ． Ｔｈｅ ｓｃｉｅｎｃｅ ａｎｄ ｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ ｏｆ
ｇｅｌａｔｉｎ． Ｌｏｎｄｏｎ： Ａｃａｄｅｍｉｃ Ｐｒｅｓｓ． （１９７７）， ｐ． １
［２２］ Ｓ． Ｇｒｏｓｓｍａｎ， Ｍ． Ｂｅｒｇｍａｎ： ＵＳ Ｐａｔｅｎｔ ５，０９３，４７４． （１９９２）
［２３］ Ｍ． Ｇｕｄｍｕｎｄｓｓｏｎ， Ｈ． Ｈａｆｓｔｅｉｎｓｓｏｎ： Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｆｏｏｄ Ｓｃｉｅｎｃｅ， Ｖｏｌ． ６２ （１９９７）， ｐ． ３７
［２４］ Ｃ． Ｙｏｓｈｉｄａ， Ｓ． Ｆｕｊｉｓａｗａ， Ｓ． Ｍｉｔａ， Ｒ． Ｙｏｓｈｉｎａｋａ： Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｆｏｏｄ Ｓｃｉｅｎｃｅ， Ｖｏｌ． ６６ （２００１）， ｐ．
２４７
［２５］ Ｐ．Ｍ． Ｇｉｌｓｅｎａｎ， Ｓ．Ｂ． Ｒｏｓｓ－Ｍｕｒｐｈｙ： Ｆｏｏｄ Ｈｙｄｒｏｃｏｌｌｏｉｄｓ， Ｖｏｌ． １４ （２０００）， ｐ． １９１
［２６］ Ｒ．Ｅ． Ｎｏｒｌａｎｄ， Ｆｉｓｈ Ｇｅｌａｔｉｎ． Ｉｎ Ｍ． Ｎ． Ｖｏｉｇｈｔ， Ｊ．Ｋ． Ｂｏｔｔａ （Ｅｄｓ．）， Ａｄｖａｎｃｅｓ ｉｎ ｆｉｓｈｅｒｉｅｓ ｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ
ａｎｄ ｂｉｏｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ ｆｏｒ ｉｎｃｒｅａｓｅｄ ｐｒｏｆｉｔａｂｉｌｉｔｙ． Ｌａｎｃａｓｔｅｒ， ＰＡ： Ｔｅｃｈｎｏｍｉｃ Ｐｕｂｌｉｓｈｉｎｇ． （１９９０）， ｐ． ３２５
［２７］ Ｂ．Ｊ． Ｒｉｇｂｙ： Ｎａｔｕｒｅ， Ｖｏｌ． ２１９ （１９６８）， ｐ． １６６
［２８］ Ｍ．Ｃ． Ｇｏ｀ ｍｅｚ－Ｇｕｉｌｌｅ｀ｎ， Ｊ． Ｔｕｒｎａｙ， Ｍ．Ｄ． Ｆｅｒｎａ′ｎｄｅｚ－Ｄｉａｚ， Ｎ． Ｕｌｍｏ， Ｍ．Ａ． Ｌｉｚａｒｂｅ， Ｐ． Ｍｏｎｔｅｒｏ：
Ｆｏｏｄ Ｈｙｄｒｏｃｏｌｌｏｉｄｓ， Ｖｏｌ． １６ （２００２）， ｐ． ２５
［２９］ Ｔ． Ｎａｇａｉ， Ｅ． Ｙａｍａｓｈｉｔａ， Ｋ． Ｔａｎｉｇｕｃｈｉ， Ｎ． Ｋａｎａｍｏｒｉ， Ｎ． Ｓｕｋｉ： Ｆｏｏｄ Ｃｈｅｍｉｓｔｒｙ， Ｖｏｌ． ７２ （２００１），
ｐ． ４２５
［３０］ Ａ．Ｊ． Ｂａｉｌｅｙ， Ｎ．Ｄ． Ｌｉｇｈｔ： Ｃｏｎｎｅｃｔｉｖｅ ｔｉｓｓｕｅ ｉｎ ｍｅａｔ ａｎｄ ｍｅａｔ ｐｒｏｄｕｃｔｓ （Ｎｅｗ Ｙｏｒｋ： Ｅｌｓｅｖｉｅｒ
Ａｐｐｌｉｅｄ Ｓｃｉｅｎｃｅ １９８９）．
［３１］ Ｙ． Ｚｈａｎｇ， Ｗ．Ｔ． Ｌｉｕ， Ｇ．Ｙ． Ｌｉ， Ｂ． Ｓｈｉ， Ｙ．Ｑ． Ｍｉａｏ， Ｘ．Ｈ． Ｗｕ： Ｆｏｏｄ Ｃｈｅｍｉｓｔｒｙ， Ｖｏｌ． １０３ （２００７）， ｐ．
９０６
［３２］ Ｊ．Ｈ． Ｍｕｙｏｎｇａ， Ｃ．Ｃ．Ｇ．Ｂ． Ｃｏｌｅ， Ｋ．Ｇ． Ｄｕｏｄｕ： Ｆｏｏｄ Ｃｈｅｍｉｓｔｒｙ， Ｖｏｌ． ８６ （２００４）， ｐ． ３２５
［３３］ Ａ． Ｋａｍｉｎｓｋａ， Ａ． Ｓｉｏｎｋｏｗｓｋａ： Ｐｏｌｙｍｅｒ Ｄｅｇｒａｄａｔｉｏｎ ａｎｄ Ｓｔａｂｉｌｉｔｙ， Ｖｏｌ． ５１ （１９９６）， ｐ． １９
［３４］ Ｈ． Ｌｉ， Ｂ．Ｌ． Ｌｉｕ， Ｌ．Ｚ． Ｇａｏ， Ｈ．Ｌ． Ｃｈｅｎ： Ｆｏｏｄ Ｃｈｅｍｉｓｔｒｙ， Ｖｏｌ． ８４ （２００４）， ｐ． ６５
［３５］ Ｋ．Ｊ． Ｐａｙｎｅ， Ａ． Ｖｅｉｓ： Ｂｉｏｐｏｌｙｍｅｒｓ， Ｖｏｌ． ２７ （１９８８）， ｐ． １７４９
［３６］ Ｗ．Ｋ． Ｓｕｒｅｗｉｃｚ， Ｈ．Ｈ． Ｍａｎｔｓｃｈ： Ｂｉｏｃｈｉｍｉｃａｅｔ Ｂｉｏｐｈｙｓｉｃａ Ａｃｔａ， Ｖｏｌ． ９５２ （１９８８）， ｐ． １１５
［３７］ Ｌ．Ｈ． Ｈａｏ， Ｂ．Ｆ． Ｌｉ： Ｊ． Ｆｉｓｈ． Ｓｃｉ． Ｃｈｉｎ． Ｖｏｌ． ６ （１９９９）， ｐ． １８
［３８］ Ｎ．Ｎ． Ｆａｔｈｉｍａ， Ｂ． Ｍａｄｈａｎ， Ｊ．Ｒ． Ｒａｏ， Ｂ．Ｕ． Ｎａｉｒ， Ｔ． Ｒａｍａｓａｍｉ： Ｉｎｔ． Ｊ． Ｂｉｏｌ． Ｍａｃｒｏｍｏｌ． Ｖｏｌ． ３
（２００４）４， ｐ． ２４１
［３９］ Ｎ． Ｆａｔｈｉｍａ， Ｎ．Ｍ． Ｂａｌａｒａｍａｎ， Ｊ．Ｒ． Ｒａｏ， Ｂ．Ｕ． Ｎａｉｒ： Ｊ． Ｉｎｏｒｇ． Ｂｉｏｃｈｅｍ． Ｖｏｌ． ９５ （２００３）， ｐ．４７
Ａｐｐｌｉｃａｔｉｏｎ ｏｆ Ｃｈｅｍｉｃａｌ Ｅｎｇｉｎｅｅｒｉｎｇ
ｄｏｉ：１０．４０２８／．ｓｃｉｅｎｔｉｆｉｃ．ｎｅｔ／ＡＭＲ．２３６－２３８
Ｅｘｔｒａｃｔｉｏｎ ａｎｄ Ｐａｒｔｉａｌ Ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ Ｐｅｐｓｉｎ－Ｓｏｌｕｂｌｅ Ｃｏｌｌａｇｅｎｓ ｆｒｏｍ ｔｈｅ Ｓｋｉｎ ｏｆＡｍｉｕｒｕｓ Ｎｅｂｕｌｏｓｕｓ
ｄｏｉ：１０．４０２８／．ｓｃｉｅｎｔｉｆｉｃ．ｎｅｔ／ＡＭＲ．２３６－２３８．２９２６
作文二：《关于长沙市民对长沙房价的调查报告》1700字关于长沙市民对长沙房价的调查报告
班级：５５７班 姓名：ＸＸＸ 学号：１００１５７５０８４９
一、调查时间：２０１２年６月９日晚
二、调查地点：长沙市河西沿江风光带
三、访谈对象：长沙市民刘先生、贺小姐、张先生（专业人士）
四、访谈记录：
周六晚与同学相约湘江边上看烟花，并利用这个机会随机采访了三位市民，请他谈谈对如今长沙房价的看法。现将此次访谈记录如下：
第一位接受采访的是市民刘先生。刘先生是长沙本地人，三十多岁，在麓谷某家药品公司上班，收入不是特高但也还算稳定。
谈起自己的购房经历，他说，自己于两年前在岳麓区湘麓国际小区购买了一套三室两厅的房子，但由于儿子在桐梓坡小学读书，考虑到儿子学习的不方便，一家四口便在桐梓坡英才园小区又租了一套房子。“当时买的那套房是４千多一平米，相对现在来说还是比较实惠的。”刘先生介绍说。对于现今日益增长的房价，他表示，就他个人而言，价格还是购房选择的首要因素，其次是工程质量和地理位置。同时，自己当时资金有限，只付得起首付，所以购房资金的主要来源是银行贷款，虽然每个月要还房贷，压力比较大，但他还是为自己感到庆幸。“还好当时一咬牙买下来了，现在购房压力更大，像普通上班族每个月工资也就两千左右，房价又那么不稳定，涨得飞快，买个一百平米的小户型都要五六十万，得奋斗多少年啊！”
说到现在的购房现状，他建议，消费者还是应该理性对待，其实房价一直是起起落落的，大家可以持观望态度。同时，一定要从多方面考虑，多进行比较，例如，交通配套等方面。 准备把父母接来同住的贺小姐心情很好，她说道：存折里的数字正在上升，筹划已久的买一套三房的计划终于可以开始实施了。两个月后，贺小姐的存款虽然没有下降，但是买房的计划却搁浅了。“之前问过的几个盘，单价都从４０００元左右涨到了５０００元左右，价格便宜一点的，不是到了星沙就是到了暮云，我不知道这是为什么？房价这样涨，我已经很难承受了。”
不仅是疯涨的房价，而是原以为可以在这个城市过得更好的自信心，正在消退。在这个城市里打拼了近十年，和老公都算得上公司中层管理人员，他们的职业和收入都一度是周围的同事朋友们羡慕的对象，怎么到了买房子的时候，辛苦十年的小小成就感，怎么一下子就被击得粉碎了。“房价如果一直涨，我还能买得起吗？当房价涨幅开始质疑我们生存的能力，对这个城市我有点爱不起来了。”
第三位张先生说道：长沙作为一个内地身份的省会，其房价在全国同等城市里并不显得过高；和沿海规模差不多的城市及内地一些被过度炒作的城市比较；还不算很离谱；所以最近关于长沙房价应该“补涨”的说法被很多人接受，即使本地老百姓也认为在长沙投资房产是很稳当的事情，我很多朋友就买了好几套房，哪怕其他的开支都砍掉也要买房子，认为这个是不会亏的，有时候去新楼盘看看的时候，到处都是江浙口音的顾客在看房。好像长沙的房子真的还有很大的升值空间一样，真是这样的吗？我看不见得。
长沙只是一个内地的中等城市，吸引外地具名来定居的能力取决于它能提供的工作机会是否具备良好的人居环境，就是长沙提供工作机会的能力而言，除非有天才的运作大师，否则长沙的工商业水平很难短期内形成很大的就业空间，人居环境的话，也不是一朝一夕能有很大的进步的，至少现在看来没有多少比周边城市很具有优势的地方，所以长沙房地产的发展很大程度取决于湖南本省的城市化速度，基本上应该是本地工作有住房需要的人群和少数下面地县富裕起来了有需要到长沙人群。
那么现在的房子为什么还是这么好卖呢？是谁卖了呢？答案是：炒家，专业的炒家和业余的炒家，外地炒家觉得长沙房子还可以炒，本地人再没什么投资渠道的情况下，也跟着炒，问题是房子不是拿来吃的，总要能转手或者出租才有用的啊，现在长沙房子的存量已经够长沙发展到２０２０年用了，还这么拼命炒下去有意义不？
所以我的看法是：房价会回到理性，也就是价格会回到成本上下，长沙现在小高层的建安成本一般在６００－９００元／Ｍ２，加上土地费用，早几年哪的地摊下来不超过２００元／Ｍ２（指周边地区），如果房价理性上涨，开发商不这么疯狂的话，这样的成本，销售价格应该在１５００－２０００元／平方米上下，但考虑到现在长沙的房子应经远远供大于求，一旦房价开始跌，低于成本销售也是有可能的，呵呵。
不过这也只是我对于房价的个人看法，毕竟掌握的资料有限，只是大概估计，还是希望大家在买房的时候要有自己的判断。
作文三：《关于“长沙名吃”的内容》2300字关于“ 吃” 关名于“长沙名 吃”内的容
址地：一线新环开铺教劳所对面 荐菜推：味合腊，蒸竹烧肉，腐豆烧土，炒肉味 腊腊味合，蒸腐烧肉竹，土豆烧肉
，店 ：名
蒋记腊禽馆 花江狗肉，
花江肉，腊狗回锅味
地：址 郊公园对南面推 菜荐：
店
名：易 记粉店 晚上卖味口虾 易记粉（店晚上卖味虾口晚上 口卖味虾 ） 地：址长沙白沙路城南和路界交的桥面往碧水蓝天下方向推 荐：口菜味虾（大很只而且一是块一钱一）只 口味
店虾名：喜 相韩国烧烤 地逢 址：沙金长年色旁华的三边街兴
踏板
鱼牛， 肉韩国面，冷推 菜荐：踏鱼 板肉牛，韩国面冷，石拌锅饭 板鱼 牛肉踏韩国 冷面
店 名：猫河记馆鱼猫记 鱼河馆 址：地湘江边的湘潇大湖道大牌口 楼推菜荐：种各河鱼白鸭叫 黄鸭 桂鱼叫 各河种鱼白鸭叫 黄鸭，叫桂，鱼 鸭白，叫黄鸭叫
店
：童名水鱼馆仔 地 ：万家丽路雨址花区政对面
府
仔童鱼（水味口法做 口蛇，宁味鱼翅乡推 荐：菜童仔水鱼 味做口，法卤 水味蛇 宁口乡翅鱼童 水仔鱼口味做法， 卤水，）味口
店蛇名 天利：味口排挡大地 ：址江大道营沿街交界处盘推荐 菜：味口（蛇８２ 口蛇（味
元斤） 口
蟹味元 ）斤，味口
蟹
店 ：名虾潭口大味排挡１
地
：香址路椿营盘街交界道处 荐推：干口菜味虾
店名明盛 ：盛 地明 址：南街往洋三角花方园向 推菜：荐辣炒椒肉，怪味鸡，撕包菜，手寒排菌汤 辣椒骨肉，炒怪鸡味手撕包菜，寒，排骨菌
店 名：何氏排汤 地 骨：人民址路鼓花团剧隔 推荐菜壁霸王：排 霸骨王骨
排
名店：肚牛 地王址 雨：花区公安局面 推荐对菜牛肚
店 名：许：记蛙牛 地 ：劳址动西沿江路光风带界交（新店处） 冬，瓜解山四村 ６放１０终点站 老（）店 推荐：菜干锅蛙牛口，牛味，辣蛙椒蚌壳炒 干肉牛蛙， 锅干牛锅蛙口味牛蛙，
店
：名杜鸡 家地 址银：路何银盆湾路界交 推处荐：菜杜家
鸡
店名：
０３１ 家７馆菜
地：河西潇湘址道和大民路新交处界推 菜荐岳：母娘味鸡口 母岳口味娘鸡
店名： 胡兵小鹅馆肉 胡小兵鹅馆 地肉址 ：士公园烈门南岛上咖啡旁边居的民内区 推菜：荐锅干鹅肉干 ２
名：河西店猪王脚地 址：芙蓉南路社会 福利院 推荐菜旁猪：脚
店名：
红灯区
地
址：岳 麓山山半 推腰菜荐：酸炒菜 肉酸炒菜肉
店：周大福汤名 地 店：址湾渔市天公寓门马口
肚片莲子汤， 推菜：荐片肚莲汤子，鸽乳汤店
名：毛 子 坨地 ：址南口长郡中学巷内
门各色凉菜，糖排骨，醋推 菜荐：各色凉，糖醋菜排，骨干
粉店 名建军蒸：馆菜建军蒸 菜馆地 ：址大一路华远天东紫旁阁 推边菜荐：川豆菜，酸腊牛肉川 豆酸，菜
店名
净：果甜
品
地址 韶：山路景名鸿厦楼（瑶岭）一
豆红布丁，芒雪果
糕西米， 捞荐推：红菜豆丁布，芒雪糕西米果捞芒椰，粒粒
店爽 ：名弟兄家 之 地：树木址岭推荐 ：菜辣椒肉 小炒牛肉 辣椒炒炒肉小炒，牛
肉蒸蛋
店名巴乡居：３
地址：
１７０ 道过大托机国 ２０场 米左０右开车的话走完芙。南路右转蓉约 ０５ ０米
寿福螺，乡巴，鱼 推菜荐：福螺寿巴，鱼乡，牛粉丝
肉名：店第一家（酒老八路 ）第一酒（老八家）路地 ：址长沙东塘信举旁巷电内推荐菜： 辣鱼，香草鸭 香稻辣鱼
，店
：名菜看下饭地 ：址人民路锷蔡路界处 推荐菜：交开胃猪 红脚烧珍珠豆土 香辣肠肥 开胃猪铂，红烧脚珠土豆珍红 烧珍土珠，香豆辣肥肠
铂海民渔（宁波村菜 ）店：民海渔名（村宁菜）
地波：雅址村塘路一吉对祥 推面荐：凉菜鲨鱼拌，福皮建丸 鱼凉拌鱼皮鲨，
东
家乡土菜安馆。店 名东安家：土菜乡。
馆址地燕山街：面里协宾馆湘面对 荐菜：推东安（很正鸡的宗嘿嘿。我，是安东人最喜，欢这个）吃
名店：人人家地 址：前在林以门口校，现在据说搬去星大市场那红边： 了 推荐菜（村：鱼姑青，椒肉炒，香。干 村姑鱼青，椒肉，炒干香
。
店名：林湘大酒店 地址：广济桥林厅业待所招推 荐：菜椒炒水青鱼铁板，肉蛋牛青 椒水炒，
鱼
店名郑：记黄金台猪老脚店 地址：字领下识沙白路 荐菜推：脚
４
猪
店名：沙老爹口味虾 城地：址八一桥路段 荐推菜：爆干 口虾蟹 味香菜菇 心干虾爆口，蟹 味味蟹口香，菇心菜店名 海：一条鲜 巷址：西地路，湖长中郡学斜面建对建行设旁边推 菜：荐老妈圣干皇（那子里的海鲜很都宜便，）味口蛇１ ０／斤元
店
：名南昌表老 地：晓址园路丽写真瑞隔壁推荐菜： 类煲各汤（盅卖按）的
店
：浏名蒸阳菜 址地蔡：谔大令婚纱对路 门推菜：手荐鱼
撕名：店猫夜 地子：火星址霄路凌火小学对面星 推荐：坛菜汤菜子
名店：烧 地址：烤对湖河大南院推荐 ：火鸡翅膀
菜店名：永血州鸭 地馆：址蓉芙老树路啡旁边咖那楼栋的楼七，永长沙州办处事 推菜荐永州血：
鸭店
名：福土菜天
馆５
址：车地北站路王府花园边旁的巷子里
面味口蟹大，蒜炒牛腊肉 丝粉白，芽尖椒肠大 蒜大炒腊肉，牛粉丝白 推荐芽：口菜蟹 大蒜炒味牛肉 粉丝腊白芽 椒大尖
肠名：店三腊味馆 姐址地浏阳：边＊近河金帆区小高尔和球场的夫地 推荐方：菜有腊所味
店
名杨胖子卤味： 地店：址子坡＊近河街的边地 方推菜：四合荐一意随搭配建一议定放韭菜要
名店：
记蜗富店牛干 锅牛，蜗口虾 干味蜗锅牛 口味
虾
地址 ：花池旁荷边学路工巷子的里 推荐：
菜店
名：
记凉面 邹馄，凉饨，粉血猪，汤卜萝炖骨头，海带炖骨头 馄，饨凉粉，猪血，汤萝，卜炖骨头，海
带炖骨头，瓜炖骨冬头
地址： 南门
老树口咖对啡一条巷子里门，又小叫雨平厂 荐推：菜
店
：名
岭上人家 黄瓜煮蟮、手鱼撕捆鸡小炒、牛腊、蒸肉肉、拌刀豆腊 黄、瓜蟮鱼、煮撕捆手鸡小炒腊、肉牛、腊肉蒸拌、豆刀、炒油
地
址 ：白沙路南 荐菜：
推
菜苔、 菜、酸菜苔炒苦瓜好再 来香 辣、鱼煸四季豆干、铁牛肉板、清韭炒菜、豆腐汤脑 、香辣鱼、煸干四豆、铁季板肉牛清炒、韭菜、腐豆汤、香
脑
店：名
地
址 春天：货西百边小 巷推荐：
菜
土辣片豆 、辣土片、豆猪熘
肝
６